Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Идентификация и структурно-функциональная характеристика генов мобилизации плазмиды pAH 36-4CPA

Диссертация: Идентификация и структурно-функциональная характеристика генов мобилизации плазмиды pAH 36-4CPA
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Согласно способности к трансферу плазмиды классифицируются на коньюгативные (самотрансмиссибельные) и мобилизируемые (трансмиссибельные в присутствии дополнительных коньюгационных факторов). Коньюгативные плазмиды обладают детерминантами функций, требующихся для реализации механизмов передачи плазмид от клетки к клетке. Мобилизируемые плазмиды имеют небольшие размеры, они обычно несут область… Читать ещё >

Идентификация и структурно-функциональная характеристика генов мобилизации плазмиды pAH 36-4CPA (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ Плазмиды и механизмы переноса генетической информации у 8 бактерий
    • 1. 1. Конъюгация
      • 1. 1. 1. Конъюгативные плазмиды
      • 1. 1. 2. Генетическая организация факторов переноса
    • 1. 2. Мобилизация 10 1.2.1. Характеристика белков мобилизации
    • 1. 3. Главные семейства малых мобилизируемых плазмид
      • 1. 3. 1. MOBq семейство
      • 1. 3. 2. ColEl-семейство 24 1.3.2.1. MOBhen подсемейство 30 1.3.2.1. МОВр подсемейство
      • 1. 3. 3. рМУ158-семейство
      • 1. 3. 4. CloDF13 семейство
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
    • 2. 1. Объекты исследований
    • 2. 2. Выделение плазмидной ДНК
    • 2. 3. Очистка плазмидной ДНК в легкоплавкой агарозе
    • 2. 4. Клонирование плазмидной ДНК
      • 2. 4. 1. Приготовление компетентных клеток
      • 2. 4. 2. Приготовление векторов
      • 2. 4. 3. Лигирование
      • 2. 4. 4. Трансформация клеток плазмидной ДНК
    • 2. 5. Выделение плазмидной ДНК клонов
    • 2. 6. Рестрикционный анализ плазмидной ДНК
    • 2. 7. Секвенирование плазмид со вставкой
      • 2. 7. 1. Введение метки в праймер
      • 2. 7. 2. Постановка реакции секвенирования
    • 2. 8. Определение устойчивости штамма к антибиотикам
    • 2. 9. Определение устойчивости штамма к тяжелым металлам
    • 2. 10. Конъюгация клеток бактерий
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Рестрикционный анализ плазмиды рАН 36 4СРА штамма Citrobacter hydrophila IBRB-36 4СРА
    • 3. 2. Создание геномных библиотек перекрывающихся рестрикционных фрагментов плазмиды рАН 36−4СРА
      • 3. 2. 1. Rsa I библиотека клонов
      • 3. 2. 2. Kzo9l — библиотека клонов 62 3.2.2. Alul- библиотека клонов
    • 3. 3. Определение последовательности нуклеотидов фрагментов 68 плазмиды рАН 36 4СРА
      • 3. 3. 1. Секвенирование библиотеки клонов Rsa I — Kzo9I — Alul — 68 фрагментов рАН364СРА
      • 3. 3. 2. Секвенирование плазмиды рАНЗб 4СРА методом «праймерной прогулки»
    • 3. 4. Сравнительный анализ фрагмента плазмиды рАН 36−4СРА в формате базы данных GenBank
    • 3. 5. Филогенетическое положение генов mob плазмиды рАН 36−4СРА штамма Citrobacter hydrophila
    • 3. 6. Сравнительный анализ кластера mob генов плазмиды рАН 36−4СРА
      • 3. 6. 1. Сравнительный анализ последовательности нуклеотидов mob, А 77 плазмиды рАН 36−4СРА
      • 3. 6. 2. Сравнительный анализ последовательности нуклеотидов тоЬВ 80 плазмиды рАН 36−4СРА
      • 3. 6. 3. Сравнительный анализ последовательности нуклеотидов тоЬС 82 плазмиды рАН 36−4СРА
      • 3. 6. 4. Сравнительный анализ последовательности нуклеотидов mobD 84 плазмиды рАН 36−4СРА
    • 3. 7. Исследование процесса трансфера плазмиды рАН 36−4СРА
  • С. hydrophila IBRB-36 4СРА
  • ВЫВОДЫ

Актуальность проблемы. В настоящее время проблема идентификации и исследования молекулярно-генетических особенностей строения экстрахромосомных элементов прокариот привлекает значительное внимание. В рамках решения этой проблемы проводится анализ разнообразия и распространения плазмид в природе, определяются особенности их взаимоотношений с клетками-хозяев, выявляются эволюционные связи и происхождение, а также изучаются механизмы горизонтального переноса генетической информации. Понимание последних напрямую связано с оценкой риска распространения в современном мире генетически модифицированных организмов (ГМО).

Согласно способности к трансферу плазмиды классифицируются на коньюгативные (самотрансмиссибельные) и мобилизируемые (трансмиссибельные в присутствии дополнительных коньюгационных факторов). Коньюгативные плазмиды обладают детерминантами функций, требующихся для реализации механизмов передачи плазмид от клетки к клетке. Мобилизируемые плазмиды имеют небольшие размеры, они обычно несут область мобилизации {mob), кодирующую специфические компоненты белков мобилизации и область начала переноса (oril) (Pansegrau W., Lanka E., 1996; Zechner E. L., et al., 2000). Отмечено, что плазмиды, способные к мобилизации, могут переносить генетическую информацию не только среди грамположительных и грамотрицательных бактерий, но также в клетки растений и эукариот (дрожжей) (Kado C.I., 1994; Bravo-Angel А. М., et al., 1999). Как оказалось, именно мобилизируемые плазмиды имеют огромное значение в процессах поддержания и распространения экофизиологических признаков, в частности, деградации ксенобиотиков и устойчивости к химическим факторам среды, включая антибиотики.

Вместе с тем следует отметить, что анализ разнородности и разнообразия мобилизируемых плазмид проведен в меньшей степени, чем это сделано для коньюгативных плазмид. Поэтому исследования особенностей строения мобилизируемых плазмид становятся особенно важными. Изучение последовательностей нуклеотидов мобилизируемых плазмид позволяет раскрыть механизмы трансфера и установить филогенетические отношения среди членов различных таксонов. Привлечение ресурсов современных баз данных для изучения структурных особенностей генов мобилизации позволяет предложить их классификацию в семействах и подсемействах, а описание генетической организации каждого семейства, их характерных черт и отношений среди кодируемых ими белков определяет подход к характеристике глобального генного пула мобилизируемых плазмид.

Цель и задачи исследования

Целью настоящей работы являлась идентификация и характеристика генов системы мобилизации плазмиды рАН 36−4СРА штамма Citrobacter hydrophyla IBRB-36 4СРА. Задачи исследования:

1. провести рестрикционный анализ плазмиды рАН36−4СРА штамма Citrobacter hydrophyla IBRB-36 4СРА;

2. определить последовательность нуклеотидов фрагментов плазмиды рАН 36−4СРА;

3. идентифицировать гены мобилизации плазмиды рАН 36−4СРА;

4. выявить филогенетическое положение генов mob плазмиды рАН 36−4СРА;

5. изучить структуру кластера mob генов плазмиды рАН 36−4СРА;

6. провести сравнительный анализ последовательностей нуклеотидов генов mobA, mobC, тоЬВ и mobD плазмиды рАН 36−4СРА;

7. оценить трансфер плазмиды рАН 36−4СРА в клетки других бактерий. Научная новизна исследования. Идентифицирована последовательность нуклеотидов кластера генов мобилизации плазмиды рАН36−4СРА Citrobacter hydrophyla IBRB-36 4СРА. Длина последовательности составляет 1809 п.н. Показано, что система мобилизации плазмиды рАН36−4СРА объединяет 4 гена: mob А, В, С, и D. Длина mob к составляет 1497 п.н., тоЪВ — 489 п.н., тоЬС — 324 п.н., mobD — 216 п.н.

Выявлена структурная организация кластера генов мобилизации плазмиды рАН36−4СРА. Установлено, что гены тоЬВ и mobD располагаются внутри гена тоЬА, в то время как последовательность тоЬС частично перекрывается геном тоЬА.

Обнаружена возможность трансфера плазмиды рАН 36−4СРА в клетки штаммов Gluconobacter oxydans IBRB-2T и Raoultellaplcmticola IBRB-33 4CPA.

Практическая значимость работы. Полученные в данном исследовании результаты раскрывают молекулярно-генетические особенности строения систем мобилизации малых плазмид и вносят существенный вклад в понимание процессов их функционирования. Результаты работы могут быть применены для создания новых векторных систем в области генной инженерии.

Апробация работы. Результаты работы были обсуждены в ходе работы Первого конгресса европейских микробиологов (Словения, 2003), 1-го Международного конгресса «Биотехнология — состояние и перспективы развития» (Москва, 2002), 2-й конференции Московского общества генетиков и селекционеров им. Н. И. Вавилова «Актуальные проблемы генетики» (Москва, 2003), конференции ELSO (Франция, 2004), 7-ой, 9-ой и 10-ой Международной Пущинской школы-конференции молодых ученых «Биология — наука XXI века» (Пущино, 2003, 2005, 2006), Международной конференции «Проблемы биодеструкции техногенных загрязнителей окружающей среды» (Саратов, 2005), Всероссийской молодежной школы-конференции «Актуальные аспекты современной микробиологии» (Москва,.

2005).

Гранты. Работа была проведена при содействии Государственного контракта Э0029 «Экспедиционные исследования микроорганизмов промзоны нефтехимического производства», ФЦП «Интеграция науки высшего образования России на 2002;2006 годы», РФФИ-Агидель 02−497 911, гранта Программы фундаментальных исследований Президиума РАН «Биоразнообразие» и программы Президиума РАН «Поддержка молодых ученых».

Публикации. Результаты диссертации изложены в 10 печатных работах, в том числе 3 статьях и публикации в базе данных NCBI (Microbial Genomes section of GenBank).

Структура и объем работы. Работа состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов, обсуждения результатов исследований, выводов, списка цитированной литературы. Диссертация изложена на 111 страницах, содержит 30 рисунков и 18 таблиц. Библиография включает 179 источников.

1. Идентифицирована носледовательность нуклеотидов кластера генов.

мобилизации плазмиды рАН36−4СРА Citrobacter hydrophyla IBRB-36.

4СРА. Длина последовательности составляет 1809 п.н. 2. Показано, что система мобилизации плазмиды рАН36−4СРА состоит из.

генов mob А, В, С, и D. Длина тоЬк составляет 1497 п.н., тоЬВ — 489.

н.н, тоЬС — 324 п. н, mobD — 216 п.н. 3. Установлена структурная организация кластера генов мобилизации.

плазмиды рАН36−4СРА. Показано, что гены тоЬВ и mobD.

располагаются внутри гена mob А, в то время как последовательность.

тоЬС частично перекрывается геном тоЬА.

4. Выявлено филогенетическое положение генов mob плазмиды рАН36−4СРА.

Установлено общее происхождение mob генов плазмид рАН 36−4СРА.

Citrobacter hydrophila IBRB-36 4СРА, pECOl Enterobacter cloacae и.

Aeromonas hydrophila рАП3680. 5. Выявлено, что нлазмида рАП36−4СРА может быть мобилизована в.

клетки Gluconobacter oxydans IBRB-2T и Raoultellaplanticola ЮИВ-ЗЗ 4СРА.

Показать весь текст

Список литературы

  1. А.С. Микробиология с техникой микробиологических исследований. М.: Медицина. 1978. 394 с.
  2. Т., Фрич Э., Сэмбрук Дж. Методы генетической инженерии. Молекулярное клонирование: Пер. с англ. Под ред. А. А. Баева. М.: Мир, 1984.-480 с.
  3. Методы общей бактериологии: в 3-х т. Под. ред. Ф. Герхарда и др. М.: Мир, 1990. 4.
  4. А.П. Плазмиды бактерий. М.: Медицина, 1986. 224 с. Чемерис А. В., Ахунов Э. Д., Вахитов В. А. Секвенирование ДНК. М.: Паука, 1999.-429 с.
  5. Aelion СМ., Swindoll СМ. and Pfaender F.K. Adaptation to and biodegradation of xenobiotic compounds by microbioal communities from a pristine aquifer//Appl. Environ. Microbiol. 1987. Vol. 53. P. 2212−2217.
  6. Amabile-Cuevas C.F. and Chicurel M.E. Bacterial plasmids and gene flux Cell. 1992. Vol. 70. P. 189−199.
  7. Antoine R. and Locht C. Isolation and molecular characterization of a novel broad-host-range plasmid from Bordetella bronchiseptica with sequence similarities to plasmids from gram-positive organisms Mol. Microbiol. 1992. Vol. 6. P. 1785−1799.
  8. Aravind L. and Koonin E.V. Gleaning non-trivial structural, functional and evolutionary information about proteins by iterative database searches J. Mol. Biol. 1999. Vol. 287. P. 1023−1040.
  9. Barkay T. and Pritchard П. Adaptation of aquatic microbial communities to pollutant stress. Microbiol. Sci. 1988. Vol. 5. P. 165−169.
  10. Barth P.Т., Tobin L., Shaфe G.S. Development of broad host-range plasmid vectors//Molecular Biology, Pathogenicity and Ecology of Bacterial Plasmids. Plenum Press, New York. 1981. P. 439−448. 92
  11. Becker E.C. and Meyer R.J. Recognition of oriT for DNA processing at termination of a round of conjugal transfer J. Mol. Biol. 2000. Vol. 300. P. 1067−1077.
  12. Becker E.C. and Meyer R.J. Relaxed specificity of the rl 162 nickase: a model for evolution of a system for conjugative mobilization of plasmids J. Bacteriol. 2003. Vol. 185. P. 3538−3546.
  13. Berg Т., Firth N., Apisiridej S., Hettiaratchi A., Leelapom A. and Skurray R.A. Complete nucleotide sequence of pSK41: evolution of staphylococcal conjugative multiresistance plasmids J. Bacteriol. 1998. Vol. 180. P. 43 504 359.
  14. Bhattacharjee M.K. and Meyer R.J. A segment of a plasmid gene required for conjugal transfer encodes a sitespecific, single-strand DNA endonuclease and ligase//Nucleic Acids Res. 1991. Vol. 19. P. 1129−1137.
  15. Bhattacharjee M.K. and Meyer R.J. Specific binding of MobA a plasmidencoded protein involved in the initiation and termination of conjugal DNA transfer to single-stranded oriT DNA Nucleic Acids Res. 1993. Vol. 21. P. 4 563 568.
  16. Bimboim H.C. and Doly J. A Rapid alkaline extraction procedure for screening recombinant plasmid DNA //Nucl. Acids. Res. 1979. Vol. 7. P. 1513−1523.
  17. Blair D.G. and Helinski D.R. Relaxation complexes of plasmid DNA and protein. I. Strand-specific association of protein and DNA in the relaxed complexes of plasmids ColEl and ColE2 J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250. P. 8785−8789.
  18. Boer R., Russi S., Guasch A., Lucas M, Blanco A.G., Perez-Luque R., Coll M. and de la Cruz F. Unveiling the Molecular Mechanism of a Conjugative 93
  19. Bogdanova E.S., Bass LA., Minakhin L.S., Petrova M.A., Mindlin S.Z., Volodin A.A., Kalyaeva E.S., Tiedje J.M., Hobman J.L., Brown N.L., Nikiforov V.G. Horizontal spread of mer operons among Gram-positive bacteria in natural environments Microbiology. 1998. Vol. 144. P. 609−620.
  20. Boyd A.C., Archer J.A. and Sherratt D.J. Characterization of the ColEl mobilization region and its protein products Mol. Gen. Genet. 1989. Vol. 217. P. 488−498.
  21. Brasch M.A. and Meyer R.J. A 38 base-pair segment of DNA is required in cis for conjugative mobilization of broad host-range plasmid Rl 162 J. Mol. Biol. 1987. Vol. 198. P. 361−369.
  22. Burdett V. Identification of tetracycline-resistant R-plasmids in Streptococcus agalactiae (group B) Antimicrob. Agents Chemother. 1980. Vol. 18. P. 753 760.
  23. Burlage R.S., Bemis L.A., Layton A.C., Sayler G.S. and Larimer F. Comparative genetic organization of incompatibility plasmids//J. Bacteriol. 1990. Vol. 172. P. 6818−6825.
  24. Burrus V., Pavlovic G., Decaris B. and Guedon G. Conjugative transposons: the tip of the iceberg Mol. Microbiol. 2002. Vol. 46. P. 601−610.
  25. Burrus V., Pavlovic G., Decaris B. and Guedon G. The ICEStl element of Streptococcus thermophilus belongs to a large family of integrative and conjugative elements that exchange modules and change their specificity of integration// Plasmid. 2001. Vol. 48. P. 77−97.
  26. Cabezon E and de la Cruz F. TrwB: An Fl-ATPase-like molecular motor involved in DNA transport during bacterial conjugation// Res Microbiol. 2006. Vol. 157. P. 299−305. group degradative 94
  27. Caryl J.A. and Thomas CD. Investigating the basis of substrate recognition in the pC221 relaxosome// Mol Microbiol. 2006. Vol. 60. P. 1302−18.
  28. Catchpole I., Thomas C, Davies A. and Dyke K.G. The nucleotide sequence of Staphylococcus aureus plasmid pT48 conferring inducible macrolide- lincosamide-streptogramin resistance and comparison with similar plasmids expressing constitutive resistance J. Gen. Microbiol. 1988. Vol. 134. P. 697 709.
  29. Cesar C.E., Machon C, de la Cruz F. and Llosa M. A new domain of conjugative relaxase TrwC responsible for efficient orzT-specific recombination on minimal target sequences// Mol Microbiol. 2006. Vol. 62. P. 984−996.
  30. Chang A.C.Y. and Cohen S.N. Construction and characterization of amplifiable multicopy DNA cloning vehicles derived from the P15A cryptic miniplasmid J. Bacteriol. 1978. Vol. 134. P. 1141−1156.
  31. Charpentier E., Gerbaud G. and Courvalin P. Conjugative mobilization of the rolling-circle plasmid pIP823 from Listeria monocytogenes BM4293 among gram-positive and gramnegative bacteria J. Bacteriol. 1999. Vol. 181. P. 3368−3374.
  32. Clarke P.H. The evolution of degradative pathways Microbiol Degrradation of Organic Compounds (Gibson D.T., Eds.). Marsel Dekker, New York, NY. 1984. P. I 1−27.
  33. Clement P., Pieper D.H. and Gonzalez B. Molecular characterization of a deletion/duplication rearrangement in tfd genes from Ralstonia eutropha Ш Р 134 (pJP4) that improves growth on 3-chlorobenzoic acid but abolishes growth on 2,4-dichlorophenoxyacetic acid Microbiology. 2001. Vol. 147. P. 21 412 148. 95
  34. Climo M.W., Sharma V.K. and Archer G.L. Identification and characterization of the origin of conjugative transfer (oriT) and a gene (nes) encoding a singlestranded endonuclease on the staphylococcal plasmid pGOl J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. P. 4975−4983.
  35. Cohan F.M. The role of genetic exchange in bacterial evolution ASM News. 1996. Vol. 62. P. 631−636.
  36. Cohen S. and Chang A. Revised interpretation of the origin of the pSClOl plasmid J. Bacteriol. 1977. Vol. 132. P. 734−737.
  37. Collins S.M. and Hall R.M. Gene cassettes from the insert region of integrons are excised as covalently closed circles Mol. Microbiol. 1992. Vol. 6. P. 2875−2885.
  38. Cook D.M. and Farrand S.K. The oriT region of the Agrohacterium tumefaciens Ti plasmid pTiC58 shares DNA sequence identity with the transfer origins of RSFIOIO and RK2/RP4 and with T-region borders J. Bacteriol. 1992. Vol. 174. P. 6238−6246.
  39. Courvalin P. Transfer of antibiotic resistance genes between gram-positive and gram-negative bacteria Antimicrob. Agents Chemother. 1994. Vol. 38. P. 1447−1451.
  40. Couturier M., Bex F., Bergquist P.L. and Maas W.K. Identification and classification of bacterial plasmids Microbiol. Rev. 1988. Vol. 52. p. 375 395.
  41. Crellin P.K. and Rood J.I. Tn4451 from Clostridium perfringens is a mobilizable transposon that encodes the functional Mob protein TnpZ Mol. Microbiol. 1998. Vol. 27. P. 631−642. 96
  42. Doolittle W. F. and Sapienza C. Selfish genes, the phenotype paradigm and genome evolution//Nature. 1980. Vol. 284. P. 601−603.
  43. Dougherty B.A., Hill C, Weidman J.F., Richardson D.R., Venter J.C. and Ross R.P. Sequence and analysis of the 60 kb conjugative, bacteriocin-producing 97
  44. Droge M., Puhler A., Selbitschka W. Horizontal gene transfer among bacteria in terrestrial and aquatic habitats as assessed by microcosm and field studies Biol. Fertil. Soils. 1999. Vol. 29. P. 221−245.
  45. Drolet M., Zanga P. and Lau P.C. The mobilization and origin of transfer regions of a Thiobacillus ferrooxidans plasmid: relatedness to plasmids RSFlOlOandpSClOl//Mol. Microbiol. 1990. Vol. 4. P. 1381−1391.
  46. Espinosa M. et al. Plasmid replication and copy number control The Horizontal Gene Pool: Bacterial Plasmids and Gene Spread (Thomas СМ., Ed.). Harwood Academic Publishers, London. 2000. P. 17.
  47. Farias M.E., Grohmann E. and Espinosa M. Expression of the mobM gene of the streptococcal plasmid pMV158 in Lactococcus lactis subsp. Lactis II FEMS Microbiol. Lett. 1999. Vol. 176. P. 403−410.
  48. Finnegan J. and Sherratt D. Plasmid ColEl conjugal mobility: the nature of bom a region required in cis for transfer Mol. Gen. Genet. 1982. Vol. 185. P. 344−351.
  49. Francia M.V. and Clewell D.B. Identification of new oriT sites on the pheromone responding E. faecalis plasmids pADl and pAM373 ASM Conference on Cell-Cell Communication, Snowbird, Utah. 2001. 254 p.
  50. Francia M.V. and Clewell D.B. Amplification of the tetracycline resistance determinant of pAMalphal in Enterococcus faecalis requires a site-specific recombination event involving relaxase J. Bacteriol. 2002. Vol. 184. P. 51 875 193.
  51. Francia M.V. and Clewell D.B. Transfer origins in the conjugative Enterococcus faecalis plasmids pADl and pAM373: identification of the pADl nic site a specific relaxase and a possible TraG-like protein Mol. Microbiol. 2002. Vol. 45. P. 375−395. 98
  52. Frantz B. and Chakrabarty A.M. Organization and nucleotide sequence determination of a gene cluster involved in 3-chlorocatechol degradation Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1987. Vol. 84. P. 4460−4464.
  53. Furuya N., Nisioka T. and Komano T. Nucleotide sequence and functions of the oriT operon in Incll plasmid R64 J. Bacteriol. 1991. Vol. 173. P. 22 312 237.
  54. Goodner B. et al. Genome sequence of the plant pathogen and biotechnology agent Agrobacterium tumefaciem C58 Science. 2001. Vol. 294. P. 23 232 328.
  55. Gormley E.P. and Davies J. Transfer of plasmid RSFIOIO by conjugation from Escherichia coli to Streptomyces lividans and Mycobactehum smegmatis II J. Bacteriol. 1991. Vol. 173. P. 6705−6708.
  56. Grohmann E., Guzman L.M. and Espinosa M. Mobilisation of the streptococcal plasmid pMV158: interactions of MobM protein with its cognate oriT DNA region //Mol. Gen. Genet. 1999. Vol. 261. P. 707−715.
  57. Grohmann E., Muth G. and Espinosa M. Conjugative plasmid transfer in grampositive bacteria//Microbiol. Mol. Biol. Rev. 2003. Vol. 67. P. 277−301.
  58. Guerry P., van Embden J. and Falkow S. Molecular nature of two nonconjugative plasmids carrying drug resistance genes J. Bacteriol. 1974. Vol. 117. P. 619−630.
  59. Guzman L.M. and Espinosa M. The mobilization protein, MobM, of the streptococcal plasmid pMV158 specifically cleaves supercoiled DNA at the plasmid oriT. J. Mol. Biol. 1997. Vol. 266. P. 688−702.
  60. Harayama S., Rekik M., Bairoch A., Neidle E.L. and Ornston L.N. Potential DNA slippage structures acquired during evolutionary divergence of 99
  61. Harayama S. and Timmis K.N. Aerobic biodegradation of aromatic hydrocarbons by bacteria// Degradation of Environmental Pollutants by Microorganisms and their metalloenzymes (Sigel H., Sigel A., Eds.) Marcel Dekker, New York. NY. 1992. P. 99−157.
  62. Hattori Y., Suzuki K., Uraji M., Ohta N., Katoh A. and Yoshida K. Genome structure of pTi-SAKURA (I): strategy for DNA sequencing of a Japanese cheny-Ti plasmid //Nucleic Acids Symp. Ser. 1997. P. 159−160.
  63. Henderson D. and Meyer R. The MobA-linked primase is the only replication protein of R1162 required for conjugal mobilization J. Bacteriol. 1999. Vol. 181,2973−2978.
  64. Henderson D. and Meyer R.J. The primase of broadhost-range plasmid Rl 162 is active in conjugal transfer J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. P. 6888−6894.
  65. Hendrix R.W., Lawrence J.G., Hatfull G.F. and Casjens S. The origins and ongoing evolution of viruses Trends Microbiol. 2000. Vol. 8. P. 504−508.
  66. Hickey R.M., Twomey D.P., Ross R.P. and Hill С Exploitation of plasmid pMRCO 1 to direct transfer of mobilizable plasmids into commercial lactococcal starter strains //Appl. Environ. Microbiol. 2001. Vol. 67 P. 2853−2858.
  67. Hill K. E. and Top E.M. Gene transfer in soil systems using microcosms FEMS Microbiol. Ecol. 1998. Vol. 25. P. 319−329.
  68. Ilyina T.V. and Koonin E.V. Conserved sequence motifs in the initiator proteins for rolling circle DNA replication encoded by diverse replicons from eubacteria, eucaryotes and archaebacteria Nucleic Acids Res. 1992. Vol. 20. P.3279−3285. 100
  69. Kado C.I. Origin and evolution of plasmids Antonie van Leeuwenhoek. 1998. Vol. 73. P. 117−126.
  70. Kasberg Т., Daubaras D.L., Chakrabarty A.M., Kinzelt D. and Reineke W. Evidence that operons tcb, tfd, and clc encode maleylacetate reductase, the fourth enzyme of the modified ortho pathway J. Bacteriol. 1995. Vol. 177. P. 3885−3889.
  71. Koehler T.M. and Thome C.B. Bacillus subtilis (natto) plasmid pLS20 mediates interspecies plasmid transfer J. Bacteriol. 1987. Vol. 169. P. 52 715 278.
  72. Kumar S., Tamura K., Jakobsen I.B. and Nei M. MEGA2: molecular evolutionary genetics analysis software Bioinformatics. 2001. Vol. 17. P. 1244−1245. 87. LAbee-Lund T.M. and Sorum H. A global nonconjugative Tet С plasmid, pRAS3, from Aeromonas salmonicida II Plasmid. 2002. Vol. 47. P. 172−181.
  73. Laemmli СМ., Leveau J.H.J., Zehnder A.J.B., and van der Meer J.R. Characterization of a second tfd gene cluster for chlorophenol and chlorocatechol metabolism on plasmid pJP4 in Ralstonia eutropha JMP 134 (pJP4) in. Bacteriol. 2000. Vol. 182.P. 4165−4172.
  74. Lampson B.C. and Parisi J.T. Nucleotide sequence of the constitutive macrolide-lincosamide-streptogramin В resistance plasmid pNE131 from Staphylococcus epidermidis and homologies with Staphylococcus aureus plasmids pE 194 andpSN2 //J. Bacteriol. 1986. Vol. 167. P. 888−892.
  75. Lanka E. and Wilkins B.M. DNA processing reactions in bacterial conjugation //Annu. Rev. Biochem. 1995. Vol. 64 P. 141−169. 101
  76. Lawrence J.C. and Ochman, H. Molecular archaeology of the Escherichia coli genome//Proc. Narl. Acad. Sci. 1998. Vol. 95. P. 9413−9417.
  77. Lessl M. and Lanka E. Common mechanisms in bacterial conjugation and Timediated T-DNA transfer to plant cells Cell. 1994. Vol. 77. P. 321−324.
  78. Leveau J.H.J., Zehnder A.J.B. and van der Meer J.R. Genetic characterization of the insertion sequence IS JP4 on plasmid PJP4 from Ralstonia eutropha JMP 134//Gene. 1997. Vol. 202. P. 103−114.
  79. Lovett M.A. and Helinski D.R. Relaxation complexes of plasmid DNA and protein, П. Characterization of the proteins associated with the unrelaxed and relaxed complexes of plasmid ColEl J. Biol. Chem. 1975. Vol. 250. P. 87 908 795.
  80. Mason J.R., Cammack R. The electron-transport proteins of hydroxylating bacterial dioxygenases Annu. Rev. Microbiol. 1992. Vol. 46. P. 277−305.
  81. Mazodier P. and Davies J. Gene transfer between distantly related bacteria Annu. Rev. Genet. 1991. Vol. 25. P. 147−171.
  82. Meijer W.J., Wisman G.B., Terpstra P., Thorsted P.B., Thomas СМ., Holsappel S., Venema G. and Bron S. Rolling-circle plasmids from Bacillus subtilis: complete nucleotide sequences and analyses of genes of pTA1015, pTA1040, pTA1050 and рТАЮбО, and comparisons with related plasmids from gram-positive bacteria FEMS Microbiol. Rev. 1998. Vol. 21. P. 337 368.
  83. Mergeay M., Lejeune P., Sadouk A., Gerits J. and Fabry L. Shuttle transfer (or retrotransfer) of chromosomal markers mediated by plasmid pULBl 13 Mol. Gen. Genet. 1987. Vol. 209. P. 61−70. 102
  84. Mills D.A., Phister T.G., Dunny G.M. and McKay L.L. An origin of transfer (oriT) on the conjugative element 98 pRSOl from Lactococcus lactic subsp. lactis ML3 //Appl. Environ. Microbiol. 1998. Vol. 64. P. 1541−1544.
  85. Mrkobrada S., Boucher L., Ceccarelli D.F., Tyers M. and Sicheri F. Structural and functional analysis of Saccharomyces cerevisiae Mobl//J.Mol.Biol. 2006. Vol. 362. P. 430.
  86. Muфhy C.G. and Malamy M.H. Characterization of a «mobilization cassette» in transposon Tn4399 from Bacteroides fragilis II J. Bacteriol. 1993. Vol. 175. P.5814−5823.
  87. Naglich J.G. and Andrews Jr. R.E. Tn916-dependent conjugal transfer of PC 194 and PUB 110 from Bacillus subtilis into Bacillus thuringiensis subsp. Israelensis II Plasmid. 1988. Vol. 20. P. 113−126. 105. Nei M. and Kumar S. Molecular evolution and phylogenetics// Oxford University Press. 2000.
  88. Neidle E.L., Hartnett C, Bonitz S. and Ornston L.N. DNA sequence of the Acinetobacter calcoaceticus catechol 1,2-dioxygenase I structural gene catA: evidence for evolutionary divergence of intradiol dioxygenases by acquisition of DNA sequence repetitions J. Bacteriol. 1988. Vol. 170. P. 4874−4880.
  89. Neidle E.L., Hartnett C, Ornston L.N., Bairoch A., Rekik M., Harayama S. Nucleotide sequences of the Acinetobacter calcoaceticus benABC genes for benzoate 1,2-dioxygenase reveal evolutionary relationships among multicomponent oxygenases//J. Bacteriol. 1991. Vol. 173. P. 5385−5395.
  90. Neilson J.W., Josephson K.L., Pepper I.L., Arnold R.G., DiGiovanni G.D. and Sinclair N.A. Frequency of horizontal gene transfer of a large catabolic plasmid (pJP4) in soil //Appl. Environ. Microbiol. 1994. Vol. 60. P. 4053−4058. 103
  91. Novick R.P. Staphylococcal plasmids and their replication Armu. Rev. Microbiol. 1989. Vol. 43. P. 537−565.
  92. Nunez B. and de la Cruz F. Two atypical mobilization proteins are involved in plasmid CloDF 13 relaxation//Mol. Microbiol. 2001. Vol. 39. P. 1088−1099.
  93. Orgel L.E. and Crick F.H.C. Selfish DNA Nature. 1980. Vol. 288. P. 601 603.
  94. Ornston L.N., Houghton J., Neidle E.L. and Gregg L.A. Subtle selection and novel mutation during evolutionary divergence of the P-ketoadipate pathway.// Pseudomonas: Biotransformations, Pathogenesis and Evolving Biotechnology (Silver S., Chakrabarty A.M., Iglewaki B. and Kaplan S., Eds.) American Society for Microbiology, Washington, D.C. 1990. P.207−225.
  95. Osbom A.M., Bruce K.D., Strike P. and Ritchie D.A. Distribution, diversity and evolution of the bacterial mercury resistance (mer) operon FEMS Microbiol. 1997. Rev. 19. P. 239−262.
  96. Pansegrau W., Balzer D., Kruf, V., Lurz R. and Lanka E. In vitro assembly of relaxosomes at the transfer origin of plasmid RP4 Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1990. Vol. 87. P. 6555−6559.
  97. Pansegrau W. and Lanka E. Common sequence motifs in DNA relaxases and nick regions from a variety of DNA transfer systems Nucleic Acids Res. 1991. Vol. 19. P. 3455.
  98. Pansegrau W., Schrode W. and Lanka E. Concerted action of three distinct domains in the DNA cleaving joining reaction catalyzed by relaxase (Tral) of conjugative plasmid RP4 J. Biol. Chem. 1994. Vol. 269. P. 2782−2789.
  99. Pansegrau W. and Lanka E. Enzymology of DNA transfer by conjugative mechanisms. Prog. Nucleic Acids Res. //Mol. Biol. 1996. Vol. 54. P. 197−251. 104
  100. Perkins E.J., Gordon M.P., Caceres O., Lurquia P.F. Organization and sequence analysis of the 2,4-dichlorophenol hydroxylase and dichlorocatechol oxidative operons of plasmid pJP4 //J. Bacteriol. 1990. Vol. 172. P. 2351−2359.
  101. Perwez T. and Meyer R. MobB protein stimulates nicking at the Rl 162 origin of transfer by increasing the proportion of complexed plasmid DNA J. Bacteriol. 1996. Vol. 178. P. 5762−5767.
  102. Perwez T. and Meyer R.J. Mobilization of the non-conjugative plasmid RSFIOIO: a genetic and DNA sequence analysis of the mobilization region Mol. Gen. Genet. 1999. Vol. 206. P. 161−168.
  103. Perwez T. and Meyer R.J. Stabilization of the relaxosome and stimulation of conjugal transfer are genetically distinct functions of theRl 162 proteinMobB J. Bacteriol. 1999. Vol. 181. P. 2124−2131.
  104. Plumeier I., Perez-Pantoja D., Heim S., Gonzalez В., Pieper D.H. Importance of different tfd genes for degradation of chloroaromatics by Ralstonia eutropha JMP134//J. Bacteriol. 2002. Vol. 184. P. 4054−4064.
  105. Priebe S.D. and Lacks S.A. Region of the streptococcal plasmid pMV158 required for conjugative mobilization J. Bacteriol. 1989. Vol. 171. P. 47 784 784.
  106. Projan S.J. and Archer G.L. Mobilization of the relaxable Staphylococcus aureus plasmid pC221 by the conjugative plasmid pGOl involves three pC221 loci//J. Bacteriol. 1989. Vol. 171. P. 1841−1845.
  107. Ramos J.L., Stolz, A., Reneke W. and Timmis K.N. Altered effector specificities in regulators of gene expression: TOL plasmid xylS mutants and their use to engineer expansion of the range of aromatics degraded by bacteria //Proc. Natl.Acad.Sci. USA. 1986. Vol. 83. P.8467−8471. 105
  108. Reineke W. and Knachmuss H.-J. Microbial degradation of haloaromatics Annu. Rev. Microbiol. 1988. Vol. 42. P. 263−287.
  109. Reineke W. Development of hybrid strains for the mineralization of chloraromatics by patchwork assembly Annu Rev Microbiol. 1998. Vol. 52. P. 287−331.
  110. Rensing C, Deborah Т., Newby D.T., Pepper I.L. The role of selective pressure and selfish DNA in horizontal gene transfer and soil microbial community adaptation Soil Biol. and Biochem. 2002. Vol. 34. P. 285−296.
  111. Richard Meyer. Identification of the mob Genes of Plasmid pSClOl and Characterization of a Hybrid pSClOl-Rl 162 System for Conjugal Mobilization //J. Bacteriol. 2000 Vol.182. P.4875−4881.
  112. Rohrer J. and Rawlings D.E. Sequence analysis and characterization of the mobilization region of a broad-hostrange plasmid, pTF-FC2, isolated from Thiobacillusferrooxidans in. Bacteriol. 1992. Vol. 174. P. 6230−6237.
  113. Sachelam P., Schiltz E., and Brandsch.R. A Functional mobA Gene for Molybdopterin Cytosine Dinucleotide Cofactor Biosynthesis Is Required for Activity and Holoenzyme Assembly of the Heterotrimeric Nicotine Dehydrogenases of Arthrobacter nicotinovorans//App Environ Microbiol. 2OO6. V0I. 72. P. 5126−5131.
  114. Saitoti N. and Nei M. The neighbor-joining method: a new method for reconstructing phylogenetic trees Mol. Biol. Evol. 1987. Vol. 4. P. 406−425.
  115. Sakaya N., Kaneko S., Matsunaga S. and Itaya M. Experimental Basis for a Stable Plasmid, pLS30, to Shuttle between Bacillus subtilis Species by Conjugation Transfer//J Biochemistry. 2006. Vol.139. P. 557−561. 106
  116. Scherzinger E., Kruft V. and Otto S. Purification of the large mobilization protein of plasmid RSFIOIO and characterization of its site-specific DNAcleaving/DNA-joining activity//Eur J Biochem. 1993. Vol. 217. P. 929−938.
  117. Scherzinger E., Lurz R., Otto S., Dobrinski B. In vitro cleavage of double- and single-stranded DNA by plasmid RSFlOlO-encoded mobilization proteins// Nucleic Acids Res. 1992. Vol. 20. P.418.
  118. Scholz P., Haring V., Wittmann-Liebold В., Ashman K., Bagdasarian M. and Scherzinger E. Complete nucleotide sequence and gene organization of the broad-host-range plasmid RSFIOIO Gene. 1989. Vol. 75. P. 271−288.
  119. Selinger L.B., McGregor N.F., Khachatourians G.G. and Hynes M.F. Mobilization of closely related plasmids pUBllO and pBC16 by bacillus plasmid pXO503 requires transacting open reading frame beta J. Bacteriol. 1990. Vol. 172. P. 3290−3297.
  120. Showsh S.A. and Andrews Jr. R.E. Functional comparison of conjugative transposons Tn916 and Tn925 Plasmid. 1996. Vol. 35. P. 164−173.
  121. Silver S. and Phung L.T. Bacterial heavy metal resistance: new surprises Ann. Rev. Microbiol. 1996. Vol. 50. P. 753−789.
  122. Smalla K., Osbom M. and Wellington E.M.H. Isolationand characterisation of plasmids from bacteria. In: The Horizontal Gene Pool: Bacterial Plasmids and Gene Spread (Thomas, C.M., Ed.). Harwood Academic Publishers, London. 2000. P. 207−248.
  123. Smith C.J. and Parker A.C. The transfer origin for Bacteroides mobilizable transposon Tn4555 is related to a plasmid family from gram-positive bacteria J. Bacteriol. 1998. Vol. 180. P. 43 539. 107
  124. Springael D., Diels L., Hooyberghs L., Kreps S. and Mergeay, M. Construction and characterization of heavy metal-resistant haloaromaticdegrading Alcaligenes eutrophus strains Appl. Environ. Microbiol. 1993. Vol. 59. P. 334−339.
  125. Srinivas P., Kilic A.O. and Vijayakumar M.N. Sitespecific nicking in vitro at ori T by the DNA relaxase of Tn5252 Plasmid. 1997. Vol. 37. P. 42−50.
  126. Stiens M., Schneiker S., Keller M., Kuhn S., Puhler A., andSchluter A. Sequence Analysis of the 144-Kilobase Accessory Plasmid pSmeSMlla, Isolated from a Dominant Sinorhizobium meliloti Strain Identified during a Long-Term Field Release Experiment// Appl Environ Microbiol. 2006. Vol. 72. P.3662−3672.
  127. Sykora P. Macroevolution of plasmids a model for plasmid speciation J. Theor. Biol. 1992. Vol. 159. P. 53−65.
  128. Szpirer C, Top E., Couturier M. and Mergeay M. Retrotransfer orgene capture: a feature of conjugative plasmids, with ecological and evolutionary significance //Microbiology 1999. Vol. 145. P. 3321−3329.
  129. Szpirer C.Y., Faelen M. and Couturier M. Mobilization function of the pBHRl plasmid, a derivative of the broad-hostrange plasmid pBBRl J. Bacteriol. 2001. Vol. 183. P. 2101−2110.
  130. Taghavi S., Mergeay M. and van der Lelie D. Genetic and physical maps of the Alcaligenes eutrophus CH34 megaplasmid pMOL28 and its derivative pMOLSO obtained after temperature-induced mutagenesis and mortality Plasmid. 1997. Vol. 37. P. 22−34. 108
  131. Thorsted P.B. et al. Complete sequence of the IncPbeta plasmid R751: implications for evolution and organisation of the IncP backbone J. Mol. Biol. 1998. Vol. 282. P. 969−990.
  132. Timmis K.N. and Pieper D.H. Bacteria designer for bioremediation Trends Biotechnol. 1999. Vol. 17. P. 200−204. 157. Top E.M., De Rore H., Collard J.M., Gellens V., Slobodkina G., Verstraete W. and Mergeay M. Retromobilization of heavy metal resistance genes in unpolluted and heavy metal polluted soil FEMS Microbiol. Ecol. 1995. Vol. 18. P. 191−203.
  133. Toussaint A. and Merlin C. Mobile elements as a combination of functional modules Plasmid. 2002. Vol. 47. P. 26−35.
  134. Varsaki A., Lucas M., Afendra A.S., Drainas C. and de la Cruz F. Genetic and biochemical characterization of MbeA, the relaxase involved in plasmid ColEl conjugative mobilization Mol. Microbiol. 2003. Vol. 48. P. 481−493.
  135. Vedantam G., Novicki T.J. and Hecht D.W. Bacteroides fragilis transfer factor Tn5520: the smallest bacterial mobilizable transposon containing single integrase and mobilization genes that function in Escherichia coli J. Bacteriol. 1999. Vol. 181. P. 2564−2571.
  136. Wang A. and Macrina F.L. Streptococcal plasmid pIP501 has a functional oriT site J. Bacteriol. 1995. Vol. 177. P. 4199−4206.
  137. Wang K., Herrera-Estrella A. and Van Montagu M. Overexpression of virDl and virD2 genes in Agrobacterium tumefaciens enhances T-complex formation and plant transformation//J. Bacteriol. 1990. Vol. 172. P. 4432−4440.
  138. Whittle G., Hund B.D., Shoemaker N.B. and Salyers A.A. Characterization of the 13-kilobase ermF region of the bacteroides conjugative transposon CTnDOT//Appl. Environ. Microbiol. 2001. Vol. 67. P. 3488−3495.
  139. Willetts N. and Crowther C. Mobilization of the nonconjugative IncQ plasmid RSFIOIO Genet. Res. 1981. Vol. 37. P. 311−316.
  140. Woese C.R. Bacterial evolution//Microbiol. Rev. 1987. Vol. 51. P 221−271. 10
  141. Yamada Y., Yamada M. and Nakazawa A. A ColEl-encoded gene directs entry exclusion of the plasmid J. Bacteriol. 1995. Vol. 177. P. 6064−6068. 174. Yim G, de la Cruz F, Spiegelman G.B. and Davies J. Transcription modulation of S. typhimurium promoters by sub-MIC levels of rifampicin// J Bacteriol. 2006. Vol. 188. P.7988−7991.
  142. Zatyka M. and Thoma CM. Control of genes for conjugative transfer of plasmids and other mobile elements FEMS Microbiol. Rev. 1998. Vol. 21. P. 91−319.
  143. Zhang S. and Meyer R. J. Localized denaturation of oriT DNA within relaxosomes of the broad-host-range plasmid R1162// Mol Microbiol. 1995. Vol. 17. P. 727−735.
  144. Zhang S. and Meyer R. The relaxosome protein MobC promotes conjugal plasmid mobilization by extending DNA strand separation to the nick site at the origin of transfer Mol. Microbiol. 1997. Vol. 25. P. 509−516.
  145. Zhou L., Timmis K.N. and Ramos J.L. Mutations leading to constitutive expression from the TOL plasmid meta-cleavage pathway operon are located at the C-terminal end of the positive regulator protein XylS J.Bacteriol. 1990. Vol. 172. P. 3707−3710.
  146. Ziegelin G., Pansegrau W., Strack В., Balzer D., Kroger M., Kruft V. and Lanka E. Nucleotide sequence and organization of genes flanking the transfer origin of promiscuous plasmid RP4 DNA Seq. 1991. Vol. 1. P. 303−327. Ill
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!