Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Использование бета-спирального домена и пептидил-пролил изомеразы для получения фибриллярного адгезина бактериофага Т4

Диссертация: Использование бета-спирального домена и пептидил-пролил изомеразы для получения фибриллярного адгезина бактериофага Т4
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

В рамках данной работы нами впервые была показана возможность использования тримерного бета-спирального С-концевого домена белка базальной пластинки бактериофага Т4 — gp5 для управления сворачиванием и олигомеризацией фибриллярных белков. Таким образом, нами был обнаружен и описан новый эффективный белковый домен — ассистент фолдинга. В литературе описано множество подходов к получению… Читать ещё >

Использование бета-спирального домена и пептидил-пролил изомеразы для получения фибриллярного адгезина бактериофага Т4 (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
  • 1. Гетерологическая экспрессия белков в системе е. col
    • 1. 1. Оптимизация экспрессии без изменения последовательности гена
    • 1. 2. Оптимизация экспрессии с изменением последовательности гена
      • 1. 2. 1. Пептидил-пролил-цис/транс-изомераза E. coli (SLyD)
      • 1. 2. 2. ß--спиральный С-концевой домен белка gp5 фага Т4 (5HENS)
  • 2. Структурная организация и общий путь сборки бактериофага Т
    • 2. 1. Базальная пластинка бактериофага Т
    • 2. 2. Процесс инфицирования фагом клетки-хозяина
    • 2. 3. Характеристика белкового комплекса длинных хвостовых 26 фибрилл
      • 2. 3. 1. Структурная характеристика белков длинных хвостовых 28 фибрилл
      • 2. 3. 2. Структурная характеристика gp
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Бактериальные штаммы
    • 2. 2. Среды для выращивания бактерий и бактериофагов
    • 2. 3. Векторы для клонирования. Плазмиды
      • 2. 3. 1. Векторы для клонирования и экспрессии
      • 2. 3. 2. Плазмиды с фрагментами ДНК, полученные автором в ходе 35 исследований
    • 2. 4. Ферменты
    • 2. 5. Полимеразная цепная реакция
    • 2. 6. Выделение и очистка ДНК
      • 2. 6. 1. Очистка фрагментов, амплифицированных с помощью ПЦР
      • 2. 6. 2. Выделение и очистка плазмидной ДНК
    • 2. 7. Количественные определения препаратов ДНК
    • 2. 8. Секвенирование ДНК
    • 2. 9. Приготовление компетентных клеток
    • 2. 10. Трансформация компетентных клеток Е. coli плазмидной ДНК
    • 2. 11. Селекция клонов, содержащих рекомбинантные плазмиды
    • 2. 12. Экспрессия рекомбинантных белков в клетках Е. coli BL21(DE3)
    • 2. 13. Электрофорез белков в полиакриламидном геле
    • 2. 14. Выделение белков
    • 2. 15. Очистка белков
    • 2. 15. Спекггр кругового дихроизма
    • 2. 16. Ультрацентрифугирование
    • 2. 17. Подбор условий кристаллизации
    • 2. 18. Малоугловое рентгеновское рассеяние
    • 2. 19. Эксперименты по определению биологической активности
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Создание генетических конструкций
    • 3. 2. Экспрессия генетических конструкций
    • 3. 3. Очистка белков
    • 3. 4. Исследование физико-химических, структурных и биологических 52 свойств полученных рекомбинантных белков
      • 3. 4. 1. Круговой дихроизм
      • 3. 4. 2. Определение олигомерности белков, гель-фильтрация
      • 3. 4. 3. Структурная характеристика gpSLYD37TGP
      • 3. 4. 4. Моделирование молекулярной структуры gpSLYD37TGP 58 низкого разрешения по данным малоуглового рассеяния
      • 3. 4. 5. Определение биологической активности gpSLYD37TGP
  • ВЫВОДЫ
  • СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ а.о. — аминокислотный остаток БСА — раствор бычьего альбумина ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота ДХФ — длинная хвостовая фибрилла ИПТГ — изопропил-1-тио-Р-0-галактозид кДа — килодальтон КД — круговой дихроизм КЭМ — криоэлектронная микроскопия МУР — малоугловое рассеяние ПААГ — полиакриламидный гель ПЦР — полимеразная цепная реакция РНК — рибонуклеиновая кислота ЭДТА — этилендиаминтетраацетат натрия ЯМР — ядерный магнитный резонанс E. coli — Escherichia coli gp — продукт гена

PDB — Protein Data Bank, www.pdb.org

STEM — сканирующая электронная трансмиссионная микроскопия SDS — додецилсульфат натрия ts — чувствительный к температуре (temperature-sensitive)

Актуальность проблемы.

Для гетерологической продукции рекомбинантных белков в научных, медицинских и промышленных целях применяется отработанная система экспрессии в энтеробактерии Escherichia coli. При этом исследователи зачастую сталкиваются с проблемой образования нерастворимых белковых агрегатов — тел включения. Эта проблема особенно актуальна в случае фибриллярных белков, так как помимо принятия белками правильной третичной структуры они должны иметь и нативную четвертичную структуру. Такие белки, кроме того, обычно склонны к агрегации в силу периодичности последовательности полипептида. Разработка эффективной стратегии получения олигомерных фибриллярных белков в рекомбинантном виде является важной практической задачей.

Интерес исследователей к фибриллярным белкам, механизмам их сворачивания и олигомеризации обусловлен рядом причин. Так, например, в медицине актуальную проблему представляют собой иейродегенеративные болезни, вызванные накоплением в нейронах агрегатов белка — амилоидных фибрилл. Изучение данных фибрилл in vitro, посредством получения их в рекомбинантном виде, несомненно, позволит приблизиться к пониманию процессов их образования. При решении пространственных структур фибриллярных белков исследователями зачастую обнаруживаются ранее не описанные структурные домены — фолды, тем самым вносится вклад в структурную биологию. В процессе эволюции фаги выработали способность специфически при помощи фибриллярных белков распознавать и связываться с различными структурами па поверхности бактериальной клетки. Эти свойства находят применение в создании новых реагентов и различных сорбентов с требуемыми характеристиками связывания.

Чтобы избежать образования тел включения при гетерологической экспрессии, применяют различные стратегии: рефолдинг нерастворимого агрегированного белка из тел включения, подбор штаммов E. coli и условий экспрессии, улучшающих фолдинг, делециопиый мутагенез, совместную экспрессию с шаперонами и разные другие белково-инжепериые подходы. Одним из современных методов преодоления образования тел включения и агрегации рекомбинантных белков, синтезируемых E. coli, является технология создания химерных белков (fusion technology). В основе метода лежит конструирование плазмиды, экспрессирующей в непрерывной рамке считывания ген, состоящий из двух частей. Одна часть химерного гена кодирует целевой белок, а другая — «белок-ассистент», который способствует корректной укладке целевого белка, увеличивает его растворимость и повышает уровень экспрессии и выход рекомбинантного продукта.

Цель и задачи исследования

.

Целью нашей работы являлась разработка новых технологий рекомбинантного синтеза фибриллярных белков в корректном олигомерном состоянии, использующих белковые факторы фолдинга.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

— Создание плазмидных конструкций, содержащих фрагменты гена белка-адгезина g37 бактериофага Т4 и ген белка-ассистента в объединенной рамке считывания под общим индуцируемым промотором.

— Экспрессия и очистка химерных рекомбинантных фаговых белков.

— Исследование физико-химических и биологических свойств полученных белковых продуктов.

Научная новизна и практическая значимость работы.

В рамках данной работы нами впервые была показана возможность использования тримерного бета-спирального С-концевого домена белка базальной пластинки бактериофага Т4 — gp5 для управления сворачиванием и олигомеризацией фибриллярных белков. Таким образом, нами был обнаружен и описан новый эффективный белковый домен — ассистент фолдинга.

Впервые описана способность пептндил-пролил-изомеразы SLyD E. coli эффективно направлять фолдинг фибриллярных белков, что значительно расширяет существующие границы использования SLyD в качестве белка-ассистеша фолдинга.

Опыт использования данных белков-ассистентов фолдинга будет несомненно востребован в биотехнологии, равно как и разработанная нами методика экспрессии и очистки получаемых с их помощью химерных белков.

В качестве целевого белка — модели нами был выбран фибриллярный адгезии бактериофага Т4 — белок gp37, играющий ключевую роль на начальной стадии фаговой инфекции. Он узнает специфические белковые рецепторы на поверхности внешней мембраны кишечной палочки E.coli. Исследование функционально важного участка gp37, определение его структуры и механизма взаимодействия с рецепторами E. coli представляет несомненный интерес как с фундаментальной точки зрения — для более глубокого понимания процесса фаговой инфекции, так и с практическойнапример, для разработки тест-систем для типирования и детекции бактерий, а также биосенсоров.

Для контроля биологической функциональности получаемых продуктов экспрессии нами была разработана новая методика оценки нативности рекомбинантных адгезинов бактериофагов in vivo, на примере белка-адгезина фага Т4 gp37.

ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ.

1. Гстерологнческая экспрессия белков в системе E.coli.

Для гетерологической продукции рекомбинантных белков в научных, медицинских и промышленных целях применяется отработанная система экспрессии в энтеробактерии Escherichia coli. Благодаря высокому выходу продукции, невысокой стоимости и хорошо отлаженным технологиям экспрессии в экспрессионной системе E. coli было получено множество рекомбинантных белков [1−4]. Однако, исследователи зачастую сталкиваются с проблемой образования нерастворимых белковых агрегатов — тел включения. Для проявления биологической активности рекомбинангные белки должны принять свою специфическую нативную трехмерную конформацию (фолд), обусловленную первичной и вторичной структурами белка. Фолдинг белка — спонтанный процесс, движимый разницей в энергии Гиббса между нативпым и развернутым (денатурированным) состояниями белка. Фолдинг белка может быть очень эффективным процессом, и некоторые белки могут принимать нативную конформацию в течение миллисекунд, то есть фактически быстрее, чем происходит биосинтез на рибосоме. Обычно, впрочем, фолдинг происходит намного медленнее в связи с тем, что включает в себя и медленные этапы, например, изомеризацию пролина [2]. В действительности реакция изомеризации пролина ферментами клетки может длиться от нескольких минут до нескольких часов, так как она включает вращение вокруг частично двойной связи [5, 6]. В цитозоле E. coli рекомбинангные белки, в том числе и бактериальной природы, нередко не могут достаточно быстро принять нужный фолд, и образуют тела включения или нерастворимые агрегаты [2]. Образование тел включения in vivo происходит в силу того, что в гетерологической среде полипептидные цепи синтезируются постоянно и агрегируют из-за неспецифических взаимодействий между частично уложенными интермедиатами рекомбинантных белков и белков клетки-хозяина [7]. Фибриллярные белки, в силу периодичности последовательности полипептида, особенно склонны к агрегации [2, 4].

В литературе описано множество подходов к получению рекомбинантных белков в растворимом виде, основные из которых представлены на рисунке 1. Их можно разделить на две группы: рефолдинг целевых белков из тел включения, и модификация экспрессиониой стратегии.

Последовательность.

ДНК.

Тела включения.

Рефолдинг.

Модификация экспрессиониой стратегии.

Без изменения последовательности гена:

• варьирование температуры экслроссии.

• варьирование экспрессионных штаммов варьирование экспроссиамных сред.

• регулирование уровня транскрипции < совместная экспрессия с шалоромзми.

• включений тРНК комплементарных плаз мид.

С изменением последовательности гена:

• экспрессия фрагментов гена.

• создание химерных конструкций.

• стабилизации мРНК.

• скрининг растворимых вариантов.

• альтернативные технологии.

Рисунок 1. Основные подходы получения растворимых рекомбинантных белков при экспрессии в E.coli.

выводы.

— Использование в генной инженерии тримеризационных доменов фагового происхождения способствует корректному фолдингу тримерных рекомбинантных белков.

— Получены биологически активные препараты нативных рекомбинантных фаговых белков, что подтверждается различными биохимическими и физико-химическими методами.

— Посредством физико-химических методов и компьютерного моделирования, подтверждена ожидаемая конформация экспрессируемых в Escherichia coli целевых фибриллярных белков.

— Отработанная система экспрессии и очистки белков перспективна для непосредственного использования в биотехнологии.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Sorensen, H.P. and K.K. Mortensen, Advanced genetic strategies for recombinant protein expression in Escherichia coli. Journal of Biotechnology, 2005. 115(2): p. 113−128.
  2. Baneyx, F. and M. Mujacic, Recombinant protein folding and misfolding in Escherichia coli. Nat Biotechnol, 2004. 22(11): p. 1399−408.
  3. Eiteman, M.A. and E. Altman, Overcoming acetate in Escherichia coli recombinant protein fermentations. Trends in Biotechnology, 2006. 24(11): p. 530−536.
  4. De Bernardez Clark, E., et al., Oxidative renaturation of hen egg-white lysozyme. Folding vs aggregation. Biotechnol Prog, 1998. 14(1): p. 47−54.
  5. Schmid, F.X., Prolyl isomerases. Advan. Protein Chem., 2002. 59: p. 243−282.
  6. Schmid, F.X., et al., Prolyl isomerases: role in protein folding. Advan. Protein Chem., 1993.44: p. 25−66.
  7. Young, J.C., et al., Pathways of chaperone-mediated protein folding in the cytosol. Nat Rev Mol Cell Biol, 2004. 5(10): p. 781−91.
  8. Schein, C.H., Production of soluble recombinant proteins in bacteria. Nature Biotechnology, 1989. 7(11): p. 1141−1149.
  9. Vasina, J.A. and F. Baneyx, Expression of Aggregation-Prone Recombinant Proteins at Low Temperatures: A Comparative Study of theEscherichia coli cspAandtacPromoter Systems. Protein Expression and Purification, 1997. 9(2): p. 211−218.
  10. Kiefhaber, T., et al., Protein aggregation in vitro and in vivo: a quantitative model of the kinetic competition between folding and aggregation. Nature Biotechnology, 1991. 9(9): p. 825−829.
  11. Chesshyre, J.A. and A.R. Hipkiss, Low temperatures stabilize interferon a-2 against proteolysis in Methylophilus methylotrophus and Escherichia coli. Applied microbiology and biotechnology, 1989.31(2): p. 158−162.
  12. Mogk, A., M.P. Mayer, and E. Deuerling, Mechanisms of protein folding: molecular chaperones and their application in biotechnology. Chembiochem, 2002. 3(9): p. 807 814.
  13. Ferrer, M., et al., Chaperonins govern growth of Escherichia coli at low temperatures. Nature Biotechnology, 2003. 21(11): p. 1266.
  14. Ferrer, M., et al., Expression of a temperature-sensitive esterase in a novel chaperone-based Escherichia coli strain. Applied and environmental microbiology, 2004. 70(8): p. 4499−4504.
  15. Miroux, B. and J.E. Walker, Over-production of proteins in Escherichia coli: mutant hosts that allow synthesis of some membrane proteins and globular proteins at high levels. Journal of molecular biology, 1996. 260(3): p. 289−298.
  16. Steinfels, E., et al., Highly efficient over-production in E. coli ofYvcC, a multidrug-like ATP-binding cassette transporter from Bacillus subtilis. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes, 2002.1565(1): p. 1−5.
  17. Smith, V.R. and J.E. Walker, Purification and folding of recombinant bovine oxoglutarate/malate carrier by immobilized metal-ion affinity chromatography. Protein Expression and Purification, 2003. 29(2): p. 209−216.
  18. Arechaga, I., et al., Over-expression of Escherichia coli FIFo-ATPase subunit a is inhibited by instability of the uncB gene transcript. FEBS Letters, 2003. 547(1−3): p. 97 100.
  19. Lehmann, K., et al., High-yield expression in Escherichia coli, purification, and characterization of properly folded major peanut allergen Ara h 2. Protein Expression and Purification, 2003. 31(2): p. 250−259.
  20. Premkumar, L., et al., An unusual halotolerant a-type carbonic anhydrase from the alga Dunaliella salina functionally expressed in Escherichia coli. Protein Expression and Purification, 2003. 28(1): p. 151−157.
  21. Bessette, P.H., et al., Efficient folding of proteins with multiple disulfide bonds in the Escherichia coli cytoplasm. Proceedings of the National Academy of Sciences, 1999. 96(24): p. 13 703.
  22. Weickert, M.J., et al., A mutation that improves soluble recombinant hemoglobin accumulation in Escherichia coli in heme excess. Applied and environmental microbiology, 1999. 65(2): p. 640−647.
  23. Deucrling, E., et al., Trigger factor and DnaK possess overlapping substrate pools and binding specificities. Molecular microbiology, 2003. 47(5): p. 1317−1328.
  24. Schlieker, C., B. Bukau, and A. Mogk, Prevention and reversion of protein aggregation by molecular chaperones in the E. coli cytosol: implications for their applicability in biotechnology. Journal of Biotechnology, 2002. 96(1): p. 13−21.
  25. Kuczynska-Wisnik, D., et al., The Escherichia coli small heat-shock proteins IbpA and IbpB prevent the aggregation of endogenous proteins denatured in vivo during extreme heat shock. Microbiology, 2002. 148(6): p. 1757−1765.
  26. Kitagawa, M., et al., Escherichia coli small heat shock proteins, IbpA and IbpB, protect enzymes from inactivation by heat and oxidants. European Journal of Biochemistry, 2002. 269(12): p. 2907−2917.
  27. Ikura, K., et al., Co-overexpression of folding modulators improves the solubility of the recombinant guinea pig liver transglutaminase expressed in Escherichia coli. Preparative Biochemistry and Biotechnology, 2002. 32(2): p. 189−205.
  28. Nishihara, K., et al., Overexpression of trigger factor prevents aggregation of recombinant proteins in Escherichia coli. Applied and environmental microbiology, 2000. 66(3): p. 884−889.
  29. Sorensen, H.P. and K.K. Mortensen, Soluble expression of recombinant proteins in the cytoplasm of Escherichia coli. Microbial cell factories, 2005. 4(1): p. 1.
  30. Dale, G.E., et al., Improving protein solubility through rationally designed amino acid replacements: solubilization of the trimethoprim-resistant type SI dihydrofolate reductase. Protein engineering, 1994. 7(7): p. 933−939.
  31. Farinas, E.T., T. Bulter, and F.H. Arnold, Directed enzyme evolution. Current Opinion in Biotechnology, 2001. 12(6): p. 545−551.
  32. Jacquet, A., et al., Expression of a Recombinant Toxoplasma gondii ROP2 Fragment as a Fusion Protein in Bacteria Circumvents Insolubility and Proteolytic Degradation. Protein Expression and Purification, 1999.17(3): p. 392−400.
  33. Davis, G.D., et al., New fusion protein systems designed to give soluble expression in Escherichia coli. Biotechnol Bioeng, 1999. 65(4): p. 382−8.
  34. Kapust, R.B. and D.S. Waugh, Escherichia coli maltose-binding protein is uncommonly effective at promoting the solubility ofpolypeptides to which it is fused. Protein Sei, 1999. 8(8): p. 1668−74.
  35. Sorensen, H.P., H.U. Sperling-Petersen, and K.K. Mortensen, A favorable solubility partner for the recombinant expression of streptavidin. Protein Expression and Purification, 2003. 32(2): p. 252−259.
  36. Waldo, G.S., et al., Rapid protein-folding assay using green fluorescent protein. Nat Biotechnol, 1999. 17(7): p. 691−5.
  37. Baneyx, F., Recombinant protein expression in Escherichia coli. Current Opinion in Biotechnology, 1999.10(5): p. 411−421.
  38. Stevens, R.C., Design of high-throughput methods of protein production for structural biology. Structure, 2000. 8(9): p. R177-R185.
  39. Smith, D.B. and K.S. Johnson, Single-step purification of polypeptides expressed in Escherichia coli as fusions with glutathione S-transferase. Gene, 1988. 67(1): p. 31−40.
  40. LaVallie, E.R., et al., A thioredoxin gene fusion expression system that circumvents inclusion body formation in the E. coli cytoplasm. Biotechnology (N Y), 1993. 11(2): p. 187−193.
  41. Eliseev, R., A. Alexandrov, and T. Gunter, High-yield expression and purification of p!8 form of Bax as an MBP-fusion protein. Protein Expression and Purification, 2004. 35(2): p. 206−209.
  42. Smyth, D.R., et al., Crystal structures offusion proteins with large-affinity tags. Protein science, 2003.12(7): p. 1313−1322.
  43. Goh, L.L., et al., Soluble expression of a functionally active Plasmodium falciparum falcipain-2 fused to maltose-binding protein in Escherichia coll Protein Expression and Purification, 2003. 32(2): p. 194−201.
  44. Pedelacq, J.D., et al., Engineering and characterization of a superfolder green fluorescent protein. Nat Biotechnol, 2006. 24(1): p. 79−88.
  45. Tdcno, A., et al., Expression of foreign proteins in Escherichia coli by fusing with an archaeal FK506 binding protein. Applied microbiology and biotechnology, 2004. 64(1): p. 99−105.
  46. Scholz, С., et al., Functional Solubilization of Aggregation-prone HIV Envelope Proteins by Covalent Fusion with Chaperone Modules. Journal of Molecular Biology, 2005. 345(5): p. 1229−1241.
  47. Han, K.Y., et al., Solubilization of aggregation-prone heterologous proteins by covalent fusion of stress-responsive Escherichia coli protein, SlyD. Protein Eng Des Sei, 2007. 20(11): p. 543−9.
  48. Scholz, С., et al., SlyD proteins from different species exhibit high prolyl isomerase and chaperone activities. Biochemistry, 2006. 45(1): p. 20−33.
  49. Bhardwaj, A., et al., Foldon-guided self-assembly of ultra-stable protein fibers. Protein Sei, 2008. 17(9): p. 1475−85.
  50. Tao, Y., et al., Structure of bacteriophage T4 fibritin: a segmented coiled coil and the role of the C-terminal domain. Structure, 1997. 5(6): p. 789−98.
  51. Летаров, A.B., et al., Карбоксиконцевой домен инициирует тримеризацию и фолдинг фибритина бактериофага Т4. Биохимия, 1999. 64: р. 817−823.
  52. Boudko, S.P., et al., Domain organization, folding and stability of bacteriophage T4 fibritin, a segmented coiled-coilprotein. Eur J Biochem, 2002. 269(3): p. 833−41.
  53. Miroshnikov, K.A., et al., Engineering trimeric fibrous proteins based on bacteriophage T4 adhesins. Protein Eng, 1998. 11(4): p. 329−32.
  54. Мирошников, K.A., et al., Трансформация beta-структурного фрагмента адгезина бактериофага Т4 в а1рНа-спиральный стабильный /пример. Биохимия, 2000. 65: р. 1600−1606.
  55. Frank, S., et al., Stabilization of short collagen-like triple helices by protein engineering. Journal of Molecular Biology, 2001. 308(5): p. 1081−1089.
  56. Stetefeld, J., et al., Collagen stabilization at atomic level: crystal structure of designed (GlyProPro) 1 Ofoldon. Structure, 2003. 11(3): p. 339−46.
  57. Yang, X., et al., Highly stable trimers formed by human immunodeficiency virus type 1 envelope glycoproteins fused with the trimeric motif of T4 bacteriophage fibritin. J Virol, 2002. 76(9): p. 4634−42.
  58. Sissoeff, L., et al., Stable trimerization of recombinant rabies virus glycoprotein ectodomain is required for interaction with the p75NTR receptor. J Gen Virol, 2005. 86(Pt 9): p. 2543−52.
  59. Papanikolopoulou, K., et al., Formation of highly stable chimeric trimers by fusion of an adenovirus fiber shaft fragment with the foldon domain of bacteriophage t4 fibritin. J Biol Chem, 2004. 279(10): p. 8991−8.
  60. Papanikolopoulou, K., et al., Adenovirus Fibre Shaft Sequences Fold into the Native Triple Beta-Spiral Fold when N-terminally Fused to the Bacteriophage T4 Fibritin Foldon Trimerisation Motif. Journal of Molecular Biology, 2004. 342(1): p. 219−227.
  61. Papanikolopoulou, K., M.J. Raaij, and A. Mitraki, Creation of Hybrid Nanorods From Sequences of Natural Trimeric Fibrous Proteins Using the Fibritin Trimerization Motif2008. p. 15−33.
  62. Seo, H.-S., et al., Functional fusion mutant of Candida antarctica lipase B (CalB) expressed in Escherichia coli. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) Proteins & Proteomics, 2009. 1794(3): p. 519−525.
  63. Weininger, U., et al., NMR Solution Structure of SlyD from Escherichia coli: Spatial Separation of Prolyl Isomerase and Chaperone Function. Journal of Molecular Biology, 2009. 387(2): p. 295−305.
  64. Roof, W.D. and R. Young, Phi XI74 lysis requires slyD, a host gene which is related to the FKBP family of peptidyl-prolyl cis-trans isomerases. FEMS Microbiol Rev, 1995. 17(1−2): p. 213−8.
  65. Roof, W.D., et al., Mutational analysis of slyD, an Escherichia coli gene encoding a protein of the FKBP immunophilin family. Mol Microbiol, 1997. 25(6): p. 1031−46.
  66. Bernhardt, T.G., W.D. Roof, and R. Young, The Escherichia coli FKBP-type PPIase SlyD is required for the stabilization of the E lysis protein of bacteriophage phi XI74. Mol Microbiol, 2002. 45(1): p. 99−108.
  67. Mendel, S., et al., Interaction of the transmembrane domain of lysis protein E from bacteriophage phiXl 74 with bacterial translocase MraY and peptidyl-prolyl isomerase SlyD. Microbiology, 2006. 152(Pt 10): p. 2959−67.
  68. Roof, W.D., et al., slyD, a host gene required for phi X174 lysis, is related to the FK506-binding protein family of peptidyl-prolyl cis-trans-isomerases. J Biol Chem, 1994. 269(4): p. 2902−10.
  69. Martino, L., et al., The interaction of the Escherichia coli protein SlyD with nickel ions illuminates the mechanism of regulation of its peptidyl-prolyl isomerase activity. FEBS J, 2009.276(16): p. 4529−44.
  70. Mitterauer, T., et al., Metal-dependent nucleotide binding to the Escherichia coli rotamase SlyD. Biochem J, 1999. 342 (Pt 1): p. 33−9.
  71. Hottenrott, S., et al., The Escherichia coli SlyD is a metal ion-regulated peptidyl-prolyl cis/trans-isomerase. J Biol Chem, 1997. 272(25): p. 15 697−701.
  72. Zhang, J.W., et al., A role for SlyD in the Escherichia coli hydrogenase biosynthetic pathway. J Biol Chem, 2005. 280(6): p. 4360−6.
  73. Hesterkamp, T., et al., Escherichia coli trigger factor is a prolyl isomerase that associates with nascent polypeptide chains. Proc Natl Acad Sei USA, 1996. 93(9): p. 4437−41.
  74. Patzelt, H., et al., Binding specificity of Escherichia coli trigger factor. Proc Natl Acad Sei U S A, 2001. 98(25): p. 14 244−9.
  75. Leach, M.R., J.W. Zhang, and D.B. Zamble, The role of complex formation between the Escherichia coli hydrogenase accessory factors HypB and SlyD. J Biol Chem, 2007. 282(22): p. 16 177−86.
  76. Mukherjee, S., A. Shukla, and P. Guptasarma, Single-step purification of a protein-folding catalyst, the SlyD peptidyl prolyl isomerase (PPI), from cytoplasmic extracts of Escherichia coli. Biotechnol Appl Biochem, 2003. 37(Pt 2): p. 183−6.
  77. Wulfing, C., J. Lombardero, and A. Pluckthun, An Escherichia coli protein consisting of a domain homologous to FK506-binding proteins (FKBP) and a new metal binding motif. J Biol Chem, 1994. 269(4): p. 2895−901.
  78. Knappe, T.A., et al., Insertion of a Chaperone Domain Converts FKBP12 into a Powerful Catalyst of Protein Folding. Journal of Molecular Biology, 2007. 368(5): p. 1458−1468.
  79. Graubner, W., A. Schierhorn, and T. Bruser, DnaKplays a pivotal role in Tat targeting of CueO and functions beside SlyD as a general Tat signal binding chaperone. J Biol Chem, 2007. 282(10): p. 7116−24.
  80. Kanamaru, S., et al., Structure of the cell-puncturing device of bacteriophage T4. Nature, 2002. 415(6871): p. 553−7.
  81. Nakagawa, II., F. Arisaka, and S. Ishii, Isolation and characterization of the bacteriophage T4 tail-associated lysozyme. J Virol, 1985. 54(2): p. 460−6.
  82. Rossmann, M.G., et al., The bacteriophage T4 DNA injection machine. Curr Opin Struct Biol, 2004.14(2): p. 171−80.
  83. Leiman, P.G., et al., Three-dimensional rearrangement of proteins in the tail of bacteriophage T4 on infection of its host. Cell, 2004. 118(4): p. 419−29.
  84. Wood, W.B., Undelivered summary remarks for the 1974 Squaw Valley meeting on assembly mechanisms. J Supramol Struct, 1974. 2(2−4): p. 512−4.
  85. Hohn, B., et al., Phage lambda DNA packaging, in vitro. J Supramol Struct, 1974. 2(2−4): p. 302−17.
  86. Kaiser, D., M. Syvanen, and T. Masuda, Processing and assembly of the head of bacteriophage lambda. J Supramol Struct, 1974. 2(2−4): p. 318−28.
  87. Kikuchi, Y. and J. King, Genetic control of bacteriophage T4 baseplate morphogenesis. I. Sequental assambly of the major precursor, in vivo and in vitro. J. Mol. Biol., 1975. 99: p. 645−672.
  88. Eisrling, F.A. and L.W. Black, Pathway in T4 morphogenesis in Molecular biology of bacteriophage T4 (eel. J. Karam). American Society for Microbiology. Washington, D.C., 1994: p. 209−212.
  89. Kutter, E., G. Mosig, and. Genomic maps of bacteriophage T4 in Genetic Maps. Cold Spring Harbor Laboratory Press: Cold Spring Harbor, 1993: p. 1−27.
  90. Bradley, D.E., The structure ofcoliphages. J. Gen. Microbiol., 1963. 31: p. 435−445.
  91. Edgar, R.S. and I. Liclausis, Temperature-sensitive mutants of bacteriophage T4D: their isoltion and genetic characterization. Genetics, 1964. 52: p. 649−660.
  92. Epstein, R.H., et al., Physiological studies of conditional lethal mutants of bacteriophage T4D. Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol., 1964. 28: p. 375−392.
  93. Kellenberger, E., et al., Functiones and properties related to the tail fibers of bacteriophage T4. Virology, 1965. 26: p. 419−440.
  94. Yanagida, M. and C. Ahmad-Zadeh, Determination of gene product positions in bacteriophage T4 by specific antibody association. J Mol Biol., 1970. 51: p. 411−21.
  95. Cummins, D.J., V.A. Chapman, and S.S. De Long, Disruption ofT-even bacteripohage by dimeilsulfoxid. J. Virol., 1968. 2: p. 610−617.
  96. Van Vunakis, II., W.K. Baker, and K. Brown, Structural studies on the protein of bacteriophages. I. Alkaline dissociation of the protein coat «ghost» of bacteriophage T2. Virology, 1958: p. 327−332.
  97. Williams, R.C. and D. Fraser, Structural and functional differentiation in T2 bacteripohage. Virology, 1956. 2: p. 289−297.
  98. Edgar, R.S. and W.B. Wood, Morphogenesis of bacteriophage T4 in extracts of mutant-infected cells. Proc. Nat. Acad. Sci. USA, 1966. 55: p. 498−505.
  99. Wood, W.B., Bacteriophage T4 morphogenesis as a model for assembly of subcellular structure. Q. Rev. Biol., 1980. 55: p. 353−367.
  100. Edgar, R.S. and I. Lielausis, Some steps in the assambly of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1968. 32: p. 263−271.
  101. King, J., Bacteriophage T4 tail assembly: four steps in core formation. J. Mol. Biol., 1971. 58: p. 693−709.
  102. Wood, W.B., Bacteriophage T4 assambly and the morphogenesis of subcellular structure. Harvey Lect., 1979. 73: p. 203−223.
  103. Laemmli, U.K., J.R. Paulson, and J. Hitchins, Maturation of the head of bacteriophage T4. J. Supramol. Struct, 1974. 2: p. 276−301.
  104. Black, L.W., M.K. Shovve, and A.C. Steven, Morphogenesis of the T4 head in Molecular biology of bacteriophage T4 (ed. J. Karam). American Society for Microbiology. Washington, D.C., 1994: p. 218−258.
  105. Kellenberger, E., Studies on the morphogenesis of the head of phage T-even. V. The components of the T4 capsid and of other, capsid-related structures. Virology, 1968. 34: p. 549−61.
  106. Kikuchi, Y. and J. King, Genetic control of bacteriophage T4 baseplate morphogenesis. II. Mutants unable to form the central part of the baseplate. J. Mol. Biol., 1975. 99: p. 673−694.
  107. Kikuchi, Y. and J. King, Genetic control of bacteriophage T4 baseplate morphogenesis. III. Formation of the central plug and overall assembly pathway. J. Mol. Biol., 1975.99: p. 695−716.
  108. Meezan, E. and W.B. Wood, The sequence of gene product interaction in bacteriophage T4 tail core assembly. J. Mol. Biol., 1971. 58: p. 685−692.
  109. King, J., Assembly of the tail of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1968. 32: p. 231−262.
  110. King, J. and N. Mykolajewycz, Bacteriophage T4 tail assembly: proteins of the sheath, core and baseplate. J. Mol. Biol., 1973. 75: p. 339−358.
  111. Kostyuchenko, V.A., et al., Three-dimensional structure of bacteriophage T4 baseplate. Nat Struct Biol, 2003. 10(9): p. 688−93.
  112. Crowther, R.A., et al., Molecular reorganization in the hexagon to star transition of the baseplate of bacteriophage T4. J Mol Biol, 1977. 116(3): p. 489−523.
  113. Liljas, L., Virus assembly. Curr Opin Struct Biol, 1999. 9(1): p. 129−34.
  114. Thomassen, E., et al., The structure of the receptor-binding domain of the bacteriophage T4 short tail fibre reveals a knitted trimeric metal-binding fold. J Mol Biol, 2003.331(2): p. 361−73.
  115. Crowther, R.A., Mutants of bacteriophage T4 that produce infective fibreless particles. J Mol Biol, 1980.137(2): p. 159−74.
  116. Kostyuchenko, V.A., et al., The structure of bacteriophage T4 gene product 9: the trigger for tail contraction. Structure, 1999. 7(10): p. 1213−22.
  117. Yamamoto, M. and H. Uchida, Organizaton and function of the tail of bacteriophage T4. Structural control of the tail contraction. J. Mol. Biol., 1973. 92: p. 207 223.
  118. Yamamoto, M. and H. Uchida, Organization and function of bacteriophage T4 tail. Isolation of heat-sensitive mutations. Virology 1973. 52: p. 234−245.
  119. Simon, L.D., J.G. Swan, and J.E. Flatgaart, Functional defects in T4 bacteriophage lacking the gene 11 and 12 products. Virology, 1970. 41: p. 77−90.
  120. Crawford, J.T. and E.B. Goldberg, The effect of baseplate mutation on the requirement for tail-fiber binding for irreversible adsorption on bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1977. Ill: p. 305 -313.
  121. Beckendorf, S.K., Structure of bacteriophage T4 genes 37 and 38. J.Mol.Biol., 1973. 73: p. 17−35.
  122. Dawes, J., Characterization of bacteriophage T4 receptor site. Nature, 1975. 256: p. 332−338.
  123. Brenner, F., G. Stuisiunger, and R.W. Hoene, Structural components of bacteriophage T4. J.Mol.Biol., 1959. 1: p. 281−292.
  124. Голицына, H.JI., et al., Выделение биологически активных половинок длинных хвостовых фибрилл и бакенбард бактериофага Т4. Биол. Науки, 1983. 114: р. 2732.
  125. Селиванов, Н.А., et al., Структура и регуляция сборки фибриллярных белков бактериофага Т4. Выделение и спектральные свойства длинных хвостовых фибрил. Молек. биология, 1987. 21: р. 1258 1267.
  126. Wood, W.B., F.A. Eiserling, and R.A. Crowther, Long tail fibers: genes, proteins, structure, and assembly" in Bacteriophage T4 (Karam J.D., ed.). American society for microbiology, Washington D.C., 1994: p. 282−290.
  127. Earnshaw, W.G., E.B. Goldberg, and E.A. Crowther, The distal half of the tail fiber of the bacteriophage T4. Rigidly linked domains and cross b — structure. J. Mol. Biol., 1979. 132: p. 101−131.
  128. Oliver, D.B. and R.A. Crowther, DNA sequence of the tail fibre genes 36 and 37 of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1989. 153: p. 545 568.
  129. Dickson, R.C., Assembly of bacteriophage T4. J.Mol. Biol., 1970. 53: p. 633−647.
  130. Laemmli, U.K., Cleavage of structural protein during the assembly of the head of bacteriophage T4. Nature, 1970. 227: p. 680 685.
  131. King, J. and U.K. Laemmli, Polypeptide of the tail fibres of bacteriophage T4. J. Mol. Biol., 1971. 62: p. 465−477.
  132. Cerritelli, M.E., et al., Stoichiometry and domainal organization of the long tail-fiber of bacteriophage T4: a hinged viral adhes in. J. Mol. Biol., 1996. 260: p. 767−780.
  133. Ward, S. and R.C. Dickson, Assembly of bacteriophage T4 tail fibers. Genetic control of the major tail fiber polypeptides. J. Mol. Biol., 1971. 62: p. 479 492.
  134. Makhov, A.M., et al., Filamentous hemagluttinin of Bordetella pertussis: A bacterial adhesin formed as a 50-nm monomeric rigid rod based on a 19-residue repeat motif rich in beta-strands and turns. J.Mol.Biol., 1994. 241: p. 110−124.
  135. Steinbacher, S., et al., Crystal structure ofP22 tailspike protein: inter digitated subunits in a thermostable trimer. Science, 1994. 265: p. 383−386.
  136. Stouten, P.F.W., et al., New triple-helical model for the shaft of the adenovirus fibre. J. Mol. Biol., 1992. 226: p. 1073−1084.
  137. Makhov, A.M., et al., The short tail fiber of bacteriophage T4: Molecular structure and a mechanism for its conformational transition. Virology, 1993. 194: p. 117- 127.
  138. Michel, C.J., et al., A remarkable amino acid sequence homology between a phage T4 tail fibre protein and ORF314 of phage lambda located in the tail operon. Genetics, 1986. 44: p. 147- 150.
  139. Bartual, S.G., et al., Structure of the bacteriophage T4 long tail fiber receptor-binding tip. Proc Natl Acad Sei USA, 2010.107(47): p. 20 287−92.
  140. Montag, D., H. Schwarz, and U. Henning, Receptor-recognizing proteins T-even type bacteriophages. Constant and hypervariable regions and an unusual case of evolution. J. Mol. Biol., 1987.196: p. 165 174.
  141. Tetart, F., et al., Bacteriophage T4 host range is expanded by duplications of a small domain of the tail fiber adhesin. J. Mol. Biol., 1996. 258: p. 726 731.
  142. Trojet, S.N., et al., The gp38 Adhesins of the T4 Superfamily: A Complex Modular Determinant of the Phage’s Host Specificity. Genome biology and evolution, 2011. 3: p. 674.
  143. Sambrook, R. and D.W. Russel, Molecular Cloning: A Laboratory Manual 3d ed. Cold Spring Harbor, N.Y., Cold Spring Harbor Lab. Press, 2001.
  144. Maniatis, T., Molecular cloning: a laboratory manual/J. Sambrook, EF Fritsch, T. Maniatis 1989: New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press.
  145. William Studier, F., et al., 6. Use of T7 RNA polymerase to direct expression of cloned genes. Methods in enzymology, 1990. 185: p. 60−89.
  146. Cleveland, D.W., et al., Peptide mapping by limited proteolysis in sodium dodecyl sulfate and analysis by gel electrophoresis. Journal of Biological Chemistry, 1977. 252(3): p. 1102.
  147. Provencher, S.W. and J. Glockner, Estimation of globular protein secondary structure from circular dichroism. Biochemistry, 1981. 20(1): p. 33−7.
  148. Venyaminov, S.Y., et al., Circular dichroic analysis of denatured proteins: inclusion of denatured proteins in the reference set. Analytical biochemistry, 1993. 214(1): p. 1724.
  149. Sreerama, N. and R.W. Woody, A self-consistent method for the analysis of protein secondary structure from circular dichroism. Analytical biochemistry, 1993. 209(1): p. 32−44.
  150. Lebowitz, J., M.S. Lewis, and P. Schuck, Modem analytical ultracentrifugation in protein science: a tutorial review. Protein science, 2002. 11(9): p. 2067−2079.
  151. Timofeev, V., et al., X-ray investigation of gene-engineered human insulin crystallized from a solution containing polysialic acid. Acta Crystallographica Section F: Structural Biology and Crystallization Communications, 2010. 66(3): p. 259−263.
  152. Svergun, D., A. Semenyuk, and L. Feigin, Small-angle-scattering-data treatment by the regularization method. Acta Crystallographica Section A: Foundations of Crystallography, 1988. 44(3): p. 244−250.
  153. Chertkov, O., et al., Properties of the peptidoglycan-degrading enzyme of the Pseudomonas aeruginosa UPMG1 bacteriophage. Russian Journal of Bioorganic Chemistry, 2011. 37(6): p. 732−738.
  154. Kelley, L.A., R.M. MacCallum, and M.J.E. Sternberg, Enhanced genome annotation using structural profiles in the program 3D-PSSM. Journal of molecular biology, 2000. 299(2): p. 501−522.
  155. , С.В., Восстановление формы наночастгщы по решению прямой и обратной задач малоуглового рассеяния для единичного потенциала ограниченного в объеме тора. Журнал экспериментальной и теоретической физики, 2009. 135(4): р. 721−737.
  156. Svergun, D.I., et al., New developments in direct shape determination from small-angle scattering 2. Uniqueness. Acta Crystallogr., 1996. 52: p. 419−426.
  157. Svergun, D.I., Restoring low resolution structure of biological macromolecules from solution scattering using simulated annealing. Biophys J, 1999. 76(6): p. 2879−86.
  158. Petoukhov, M.V. and D.I. Svergun, New methods for domain structure determination ofproteins from solution scattering data. Journal of applied crystallography, 2003. 36(3): p. 540−544.
  159. Wriggers, W., Using Situs for the integration of multi-resolution structures. Biophysical reviews, 2010. 2(1): p. 21−27.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!