Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Кинетический механизм действия апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазы человека APE1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов

Диссертация: Кинетический механизм действия апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазы человека APE1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Целью настоящей работы являлось детальное изучение кинетического механизма действия АР-эндонуклеазы человека (АРЕ1) в процессе инцизионной репарации нуклеотидов и его сравнение с кинетическим механизмом действия АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований. Для этого в предстационарных условиях исследовалась динамика конформационных превращений фермента АРЕ1 и двуцепочечных ДНК-субстратов… Читать ещё >

Кинетический механизм действия апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазы человека APE1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • Введение
  • 1. Взаимодействие АР-эндонуклеазы человека АРЕ1 с ДНК (Обзор литературы)
    • 1. 1. Связывание субстрата, содержащего АР-сайт
      • 1. 1. 1. Влияние ионов на связывание АРЕ1 с ДНК
      • 1. 1. 2. Особенности взаимодействия АРЕ 1 с субстратом и продуктом
      • 1. 1. 3. Определение потенциальных контактов АРЕ1 с ДНК, содержащей АР-сайт
      • 1. 1. 4. Стехиометрия связывания АРЕ1 с ДНК
      • 1. 1. 5. Механизм поиска АР-сайта
    • 1. 2. Исследование кинетики взаимодействия АРЕ1 с АР-сайтом и его аналогами в стационарных условиях
      • 1. 2. 1. Влияние локальной структуры ДНК-субстратов, содержащих АР-сайт или его аналоги
      • 1. 2. 2. Особенности узнавания АР-сайта ферментом АРЕ

      1.3. Проявление АР-эндонуклеазной активности АРЕ1 по отношению к альтернативным субстратам 42 1.3.1. АР-сайты в одноценочечной ДНК. Регуляция активности АРЕ концентрациями ионов иК*~ и ренликативным белком, А (ЯРА)

      1.3.2. АР-сайты в нуклеиновых кислотах сложной структуры: частично двуцепочечной ДНК, вилкоподобной ДНК, ДНК с расплетенным участком двойной спирали, ДНК/РНК-гибридах, псевдотриплексных структурах, одноценочечной РНК. Влияние АТР и последовательности субстрата на активность фермента 50 1.4. Выявление аминокислотных остатков АРЕ1, участвующих в узнавании и превращении АР-сайта

      1.4.1. Роль остатка Asn212 в узнавании субстрата

      1.4.2. Роль остатка Asp219 в узнавании субстрата. Влияние остатков Asp219 и Glu96 на каталитическую активность

      1.4.3. Внутреннее подавление мутации Е96А второй мутацией K98R

      1.4.4. Роль остатков Asp308, Asp283 и His

      1.4.5. Роль остатка Asp210 в эндонуклеазной активности

      1.4.6. Роль остатков Glu96, Asp210, His309 и Cys

      1.4.7. Замены аминокислотных остатков, проникающих в спираль ДНК

      1.4.8. Влияние контактов с сахарофосфатным остовом с 3'- стороны от AP-сайта на эффективность связывания субстрата и продукта

      1.4.9. Влияние мутаций в петле а8 АРЕ1 на эффективность связывания субстрата и каталитическую активность

      1.4.10. Делеция 33-х аминокислотных остатков с N-конца АРЕ

      1.4.11. Необычная роль остатка Cys

      1.4.12. Роль остатков Туг 128, Туг 171 и Туг269 в катализе 1Ъ

      1.5. Кинетические исследования АРЕ1 в предстационарных условиях

      1.5.1. Предстационарная кинетика взаимодействия с аналогом АР-сайта

      1.5.2. Конформационные переходы eAPEl и его мутантной форме

      АРЕ1Y171F-P173L-N174К в процессе репарации АР-сайта

      1.6. Участие АРЕ1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов (NIR)

      1.6.1. З^-бензэтено-йС — субстрат АРЕ1 в процессе NIR

      1.6.2. Оптимальные условия для проявления активности NIR белком АРЕ1. Конформационные изменения АРЕ1, индуцированные ионами Mg2*

      1.6.3. Кинетические параметры и специфичность к основаниям в процессе NIR

      1.6.4. Основные продукты окисления цитозина — субстраты АРЕ 1 в процессе NIR

      1.6.5. Роль окислительно-восстановительного домена АРЕ1 в процессе

      1.6.6. Роль остатков Lys98, Asp308 и Argl85 в процессах BER и NIR

Ионизирующее и ультрафиолетовое излучение, различные химические мутагены постоянно оказывают воздействие на клетки живых организмов. В процессах клеточного метаболизма образуются активные формы кислорода. Всё это, в первую очередь, действует на клеточную ДНК, вызывая её повреждения, что приводит к гибели клетки, раковым и аутоиммунным заболеваниям, ускоряет процессы старения. К настоящему времени идентифицировано около ста различных типов повреждений оснований и сахарофосфатного остова. Для исправления повреждений ДНК и сохранения стабильности генома в клетках всех организмов существуют различные ферментативные системы репарации. Небольшие повреждения азотистых оснований ДНК в основном удаляются в процессе эксцизионной репарации оснований (BER) [1]. Данный путь репарации начинается с действия ДНК-гликозилаз — ферментов, удаляющих повреждённые или неправильно спаренные основания с образованием апуриновых/апиримидиновых сайтов (АР-сайтов). АР-сайты возникают также в результате спонтанной потери оснований (в основном пуринов) [1−3]. В процессе BER ДНК разрезается с 5'-конца а-аномера АР-сайта с помощью апуриновых/апиримидиновых эндонуклеаз (АР-эндонуклеаз) (Рис. 1). В организме человека основной АР-эндонуклеазой является белок АРЕ1 (35,5 кДа) [4, 5]. Репарация некоторых повреждений оснований может проходить под воздействием одних лишь АР-эндонуклеаз без участия ДНК-гликозилаз [6−11] в процессе инцизионной репарации нуклеотидов («nucleotide incision repair» (NIR)). При этом АР-эндонуклеаза разрезает фосфодиэфирную связь на 5'-конце повреждённого дезоксинуклеотида с образованием на З'-конце разрыва гидроксильной группы, на 5'-конце — фосфатной (Рис. 1). Образование З'-гидроксильной группы делает возможным дальнейший репарационный синтез ДНК. При этом повреждённый свисающий нуклеотид может быть удалён с помощью флэп-эндонуклеазы [12]. В клетках человека репарацию по пути NIR осуществляет АР-эндонуклеаза АРЕ1 [8].

5 I 0 1.

О— Р=0 I о о он.

О" .

АР-эндонуклеаза о— Р=0.

Механизм.

— X.

ВЕЯ.

— ОН.

N111 но.

N11, V у у.

5оЬС о Ч ч1 ын2 ас! С.

ЗгЫ4-бензэтено-с1С 1 Д6-бензэтено-с1А 1, N2-бeнзэтeнo-dG N N ¦ 4 N Г ш2 аёА рНз он.

I N N ын.

Ме-РаруО.

Рис. 1. Схема реакций, катализируемых АР-эндонуклеазами в процессах ВЕЯ или N111. Циклическая форма АР-сайта (Х-ОН) существует в виде равновесной смеси аи Р-аномеров. В обозначения а-аномеров нуклеозидов введён знак «а», в случае (3-аномеров повреждённых нуклеозидов знак <ф" в обозначениях опущен.

АРЕ1 разрезает фосфодиэфириый остов АР-ДНК по кислотно-основному Бы2(Р) каталитическому механизму с участием двухвалентных катионов металлов. Необходимо, чтобы имели место три события в этой реакции гидролиза: (1) образование в активном центре нуклеофила- (2) нейтрализация и ориентирование отрицательно заряженных атомов кислорода фосфодиэфирной связи мишени и образование переходного состояния- (3) стабилизация продукта реакции — фосфомоноэфирной уходящей группы. Изначально предполагалось, что остаток Шз309 в комплексе с Азр283 действует как главное основание, отнимающее протон от молекулы воды в активном центре для образования требуемого.

Л I нуклеофила (Рис. 2, Схема 1) [13]. Ион М§-, оттягивая электронную плотность и ориентируя нужным образом фосфатную группу, стабилизирует переходное состояние и/или поляризует З'-связь Р-О, что усиливает эффективность нуклеофильной атаки. Остаток Аэр210 выступает в качестве донора протона и, таким образом, стабилизирует уходящую группу.

Основываясь на анализе кристаллических структур АРЕ1, была предложена модифицированная схема реакции (Рис. 2, Схема2) [14], в которой АБр210 действует как основание, участвующее в образовании нуклеофила в активном центре. Остаток Шз309 ориентирует и поляризует З'-связь Р-О, а Мд2+ стабилизирует уходящую группу.

Позднее была получена новая кристаллическая структура АРЕ1 при рН 7,5, содержащая два двухвалентных иона металла в активном центре [15]. Один из этих ионов находится, в так называемом, сайте связывания металла А, где координируется остатками АБр70 и 01и96. Второй ион расположен в сайте связывания металла Б, который образован боковыми цепями аминокислот Азр210, Азп212 и Шз309. Была предложена еще одна схема реакции, включающая присутствие в активном центре двух ионов Мц2+ (Рис. 2, Схема 3). Ион металла в сайте, А принимает участие в стабилизации переходного состояния и З'-уходящей группы. Ион металла в сайте Б, вероятно, стабилизирует гидроксильный ион, который, как полагают, выступает в роли нуклеофила. Этот ион металла также находится в благоприятном положении для нейтрализации отрицательного заряда фосфоранового переходного состояния [13−15]. base.

GIJ9S.

Mg.

АР 5ІІ<*.

— О •p—0~ ^ и o н"зоэ W-л.

Asp283 у Asp210 О bas".

А"Ш74 Г 6 — Ma' °.

Тр.

АР SI" 7 cp- H / А5П212.

H i H" *.

Адф283 / S о Hissa" y V,.^. Asp210 о ы&е.

AW174 .1. O ••- li’S пій" o.

NH,.

I о.

•-о ¦

TVI.

APsi’e M0- p Q-i1—^Aan212 R «, Me.

Hii A. V.

Asp 283 / ^^ ! О His309 X.

V base.

Clu96.

APste с ^).

P a 'О'.

R H rNH.

Asp233 /ЧЛ*.

S О Mls3US о t’y0 y) Asp21P I.

Aw174 T ^p—- va" 0.

H Cj’r".

О r—О.

APs" 1″ ^ ci ОН АЧП212.

Asp283 Я.

Д7 j ИлЗЭЭ.

Asp2ta base.

1174 Г .

Asn174.

NH, X k o—- -m.

АР site.

Амй"2.

N-*.

AspiBS / О НІЗЛ09.

WC" 0.

Aap210 basa y ивам. Г он.

АР site С 7 «fC о/Ч°.

R H.

Q^o.

Аьргез / о Hisse" о а" Ч І.

S '.

Asp219.

Схема 1. base о y-/ аиле.

И1174 І.

NH.

As.

Р=б' H, N 0.

АР «Є /- 0- ОН ^ As"212 R рГТ* «4,° S.

Схема 2. s L.O.J .

AsntM І о*—M/* ° NH".

APs,-C Q HO ?" n X.

R «,-» SY о Hts309 J VV/. Asp210 О.

Aw2!2.

Asp283.

Схема 3.

Рис. 2. Предполагаемые схемы АР-эндонуклеазной реакции АРЕ1 [13−15].

Основываясь на результатах моделирования структуры комплексов АРЕ1 с расщеплённой и нерасщеплённой повреждённой ДНК методом молекулярной динамики [16], было высказано предположение о существовании «механизма со смещением металла», в ходе.

Лі которого один ион в активном центре фермента смещается из более погружённого положения (сайт Б) в менее погружённое положение (сайт А) во время расщепления субстрата. Был сделан вывод, что оба сайта связывания металла не могут быть заняты одновременно, то есть во время реакции в активном центре присутствует только один ион металла, который перемещается между двумя центрами связывания металла (Рис. 3). В комплексе фермента с субстратом перед разрезанием фосфодиэфирной связи фосфатная группа стабилизирована ионом М§-2+, находящимся в сайте Б, и связана водородными связями с остатками Ніз309 и Азп212. Связанная ионом М£2+ молекула воды передаёт протон на А8р210, и образующийся ОН" осуществляет нуклеофильную атаку по атому фосфора (Рис. 3). После расщепления фосфодиэфирной связи образовавшийся 3'-конец цепи ДНК уходит, и ион Мё2+ смещается в сайт А.

А Б.

Abasie Site.

Рис. 3. Схематическое изображение положений иона металла и лигандов в активном центре АРЕ1 до (А) и после (Б) расщепления фосфодиэфирной связи [16].

Показано [4], что белок АРЕ1 имеет значительную гомологию с ЕхоА из Streptococcus pneumoniae (41%) [17] и экзонуклеазой III (Xth) из Е. coli (28%) [18]. С-концевой район белка Rrpl из Drosophila melanogaster на 53% гомологичен по аминокислотной последовательности белку АРЕ1. [19]. Последовательность АР-эндонуклеазы быка Bapl [20] на 93% идентична последовательности АРЕ1. АРЕ1 содержит на N-конце дополнительную пептидную последовательность длиной в 61 аминокислоту (домен Ref-1), которая не была обнаружена в бактериальных ферментах ЕхоА и экзонуклеазе III (Xth). Таким образом, АРЕ1 состоит из каталитического домена, высококонсервативного в семействе прокариотических и эукариотических ферментов репарации ДНК, и N-концевого домена, который отсутствует в бактериальных гомологах [4, 17, 18]. Домен 11е£-1 содержит сигналы ядерной локализации [4, 5]. Кроме того, этот домен вовлечён в окислительно-восстановительную регуляцию транскрипции [21−23]. Так, восстановленная форма АРЕ1 стимулирует ДНК-связывающую активность окисленных гетеродимеров Роз-1ип, составляющих фактор транскрипции АР-1, и гомодимеров Дип-Дип путём восстановления консервативного остатка цистеина в ДНК-связывающем домене .Тип [21]. Показано, что происходит прямое взаимодействие между цистеинами АРЕ1 и Дип [24]. В эту окислительно-восстановительную активацию вовлечён цистеин-65 фермента АРЕ1 в восстановленной форме. В окисленной форме цистеин-65 образует дисульфидный мостик с цистеином-93. Этот дисульфидный мостик должен быть разорван для проявления белком АРЕ1 окислительно-восстановительной активности [22]. Домен 11е1И, предположительно, необходим для формирования правильной третичной структуры фермента, так как этот домен расположен рядом с Суэ65 [22, 24]. Также показано, что АРЕ1 стимулирует ДНК-связывающую активность р53 и ЫР-кВ по окислительно-восстановительному механизму, хотя для этих факторов транскрипции существуют и альтернативные механизмы стимуляции ферментом АРЕ1 [23, 25].

Идентифицировано 11 природных вариантов фермента АРЕ1, содержащих следующие аминокислотные замены: Ь44С, С>51Н, 057А, 164У, ЬКМЯ, Е126Э, Б148Е, 11 237А, 24 111, Э2830 и вЗОбА [26]. Показано, что АР-эндонуклеазная активность ферментов АРЕ1, содержащих замены Ь10 411, Е1260 или 11 237А, понижена на -40−60% по сравнению с активностью фермента дикого типа. АР-эндонуклеазная активность фермента, содержащего замену 2 830, вероятно, понижена в 10 раз. Наиболее распространённая замена 0148Е не оказывает влияния на АР-эндонуклеазная активность АРЕ1, также как и замены 0241Я и ОЗОбА.

АРЕ1 является мультифункциональным ферментом, который, кроме эндонуклеазной активности, проявляет 3'—>5'-экзонуклеазную [27], фосфодиэстеразную [28] активности и активность РНКазы Н [29]. Предполагают, что пути ВЕЯ координируются и регулируются белково-белковыми взаимодействиями, а АРЕ1 играет центральную роль в этих взаимодействиях. Так, например, известно, что АРЕ1 является активатором ДНК-гликозилаз [30]. Белок АРЕ1, связанный с повреждённой ДНК, способствует присоединению ДНК-полимеразы Р с образованием тройного комплекса [31]. Была выявлена также умеренная стимуляция фермента АРЕ1 в присутствии полимеразы р [32]. Выдвинуто предположение, что оптимальная каталитическая скорость отдельных ферментов эксцизионной репарации оснований достигается только в присутствии ферментов, вовлечённых в последующие шаги репарационного процесса [30]. Кроме того, показано, что АРЕ1 взаимодействует с флэп-эндонуклеазой 1 (FEN 1) и PCNA [33]. Присутствие АРЕ1 стимулирует также удаление свисающего олигонуклеотида («флэпа») ферментом FEN 1 [33, 34]. АРЕ1 позволяет эффективно завершить репарацию даже в отсутствие PCNA [34]. АРЕ1 также стимулирует последовательное присоединение к повреждённой ДНК ДНК-полимеразы 5 и ДНК-лигазы I и каталитические реакции, осуществляемые этими ферментами [35]. В условиях избытка ферментов (АРЕ1 и pol (3) по отношению к ДНК-субстрату АРЕ1 стимулирует синтез ДНК с вытеснением цепи, катализируемый ДНК-полимеразой р [36]. Помимо этого, АРЕ1 обладает ДНК-экзонуклеазной активностью в отношении неправильно спаренных нуклеотидов на З'-конце разрыва или бреши в молекуле ДНК, а так как АРЕ1 взаимодействует с pol Р в составе тройного комплекса с повреждённой ДНК, этот фермент может выполнять функцию корректора ошибок, допущенных ДНК-полимеразой р [37]. Математическая модель, при разработке которой использовались количественные кинетические параметры действия отдельных ферментов, предполагает, что в процессе репарации АР-сайта и 8-оксогуанина ферменты действуют кооперативно, и при удалении упомянутых повреждений доминирует «короткозаплаточный» путь репарации [38].

К началу выполнения данной работы уже были известны кристаллические структуры АРЕ1 в свободном состоянии [13, 15] и в комплексе с субстратом и продуктом эндонуклеазной реакции, содержащими аналог АР-сайта [14]. Кинетические исследования эндонуклеазной реакции проводились в стационарных условиях, когда начальная концентрация субстрата намного превышала исходную концентрацию фермента. Известно, что в стационарных условиях теряется большая часть информации, касающейся промежуточных элементарных стадий ферментативной реакции [39]. Так, не было данных, свидетельствующих об изменении конформации фермента при взаимодействии с субстратом и в ходе ферментативной реакции. Напротив, из рентгеноструктурного анализа был сделан вывод, что АРЕ1 имеет жёсткую заранее сформированную структуру для узнавания ДНК, содержащей АР-сайт [14]. Однако имелись косвенные данные, указывающие на то, что АРЕ1 может принимать разные конформации [40]. Об этом также свидетельствуют результаты исследований кинетического механизма превращения субстратов, содержащих АР-сайт, в присутствии фермента АРЕ1, опубликованных в литературе к моменту окончания данной работы [41, 42].

Целью настоящей работы являлось детальное изучение кинетического механизма действия АР-эндонуклеазы человека (АРЕ1) в процессе инцизионной репарации нуклеотидов и его сравнение с кинетическим механизмом действия АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований. Для этого в предстационарных условиях исследовалась динамика конформационных превращений фермента АРЕ1 и двуцепочечных ДНК-субстратов. Конформационные переходы в белке регистрировались по изменениям интенсивности флуоресценции остатков триптофана (Тгр) [43, 44]. Изменения конформации ДНК-субстратов регистрировались по изменению интенсивности флуоресценции остатков 2-аминопурина (2-аРи), введённых в субстраты [45−49]. В работе применяли метод «остановленной струи», который позволяет смешивать фермент с субстратом и регистрировать изменения флуоресценции в широком диапазоне времени, начиная с миллисекунд [50]. Для исследования механизма неспецифического связывания лиганда ферментом использовали неповреждённую ДНК. Процессы, происходящие в ходе эксцизионной репарации оснований, исследовали, используя ДНК-субстраты, содержащие природный AP-сайт или его синтетический аналог тетрагидрофуран (F). Для изучения механизма действия АРЕ1 в ходе инцизионной репарации нуклеотидов использовали ДНК, содержащую остаток дигидроуридина (DHU). Для обозначения процесса разрезания ферментом АРЕ1 субстратов, содержащих AP-сайт или F, ввели термин «активность BER». Для обозначения процесса разрезания субстрата, содержащего DHU, — термин «активность NIR».

Изучено влияние делеции 61-ой аминокислоты на N-конце АРЕ1 (АРЕ1AN61) и замены лизина в 98-ом положении на аланин (АРЕ1К98А) на конформационную динамику и кинетические параметры действия фермента в процессах BER и NIR. Домен Ref-1 является регулятором транскрипции [21−23]. По-видимому, для проявления активности BER этот домен не важен [8, 22, 24, 51], в то же время предполагается, что этот домен может быть необходимым для проявления активности NIR [8]. Лизин-98, вероятно, принимает участие в координации иона Mg2+ в активном центре фермента, поскольку этот аминокислотный остаток образует водородные связи с карбоксильной группой аспартата-70, который вовлечён в связывание одного из двух ионов Mg2+ [13].

В результате проведённых исследований показано, что фермент АРЕ1 существует, по меньшей мере, в двух конформациях, и ДНК-субстраты, содержащие разные повреждения, узнаются разными формами фермента. Установлен кинетический механизм действия АРЕ1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов и проведено его сравнение с кинетическим механизмом действия в процессе эксцизионной репарации оснований. Выявлены новые особенности кинетического механизма АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований. Определены кинетические параметры элементарных стадий каталитических процессов, протекающих по путям N111 и ВЕЯ. Показано, что замена остатка лизина-98 на аланин и удаление домена влияют на кинетические характеристики ферментативных процессов с участием АРЕ1. Получены данные, свидетельствующие о том, что N111, может являться биологически значимым процессом.

1. Взаимодействие АР-эндонуклеазы человека АРЕ1 с ДНК.

Обзор литературы).

По оценкам в каждой клетке живых организмов ежедневно происходит образование 1×105 АР-сайтов [52]. Они образуются как под действием ДНК-гликозилаз в процессе эксцизионной репарации оснований, так и в результате спонтанной потери оснований (в основном пуринов) [1−3]. АР-сайты могут блокировать ДНК-репликацию и транскрипцию. В случае, когда репликация всё же идёт, во вновь синтезируемой цепи ДНК напротив АР-сайта преимущественно встраивается аденозин [53], что приводит к однонуклеотидным заменам в ДНК. Очевидно, что репарация АР-сайтов абсолютно необходима для поддержания стабильности генома. В организме человека >95% АР-сайтов исправляются с помощью АР-эндонуклеазы АРЕ1 [54] (Рис. 1). Одной из фундаментальных задач, которую пытались решить исследователи, являлось выяснение механизма обнаружения ферментом АР-сайта. Помимо АР-сайтов АРЕ1 может репарировать некоторые поврежденные основания ДНК, такие как З^-бензэтено-дезоксицитидин [55], 5,6-дигидропиримидины, а-2'-дезоксиаденозин, а-тимидин, а-2'-дезоксицитидин, 5-гидрокси-2'-дезоксиуридин и 5-гидрокси-2'-дезоксицитидин [8, 10, 11]. Отсюда возникает интересный вопрос о том, какова структура активного центра, с помощью которого узнаются эти достаточно объёмные повреждённые основания. Ведь в ферменте АРЕ1 найден только один активный центр. Рентгеноструктурный анализ показал, что фермент должен связывать только а-аномер АР-сайта, который очень плотно упаковывается в активном центре. Это должно исключать связывание оснований ДНК и Р-аномеров АР-сайтов в данном активном центре [13−15]. Поскольку известно, что пути репарации ДНК координируются и регулируются белково-белковыми взаимодействиями, и что АРЕ1 играет центральную роль в этих взаимодействиях [30], знание механизмов действия фермента АРЕ1 поможет составить полную картину репарации повреждений.

Настоящий литературный обзор посвящен результатам исследований эндонуклеазной активности АРЕ1, в которых определялись кинетические характеристики ферментативных процессов, а также параметры стабильности комплексов фермента с лигандами.

Выводы.

1. Впервые установлен детальный кинетический механизм ферментативной реакции, катализируемой апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазой человека АРЕ1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов (NIR).

• Показано, что АРЕ1 в свободном состоянии существует по меньшей мере в двух конформациях, находящихся в равновесии и обладающих разной способностью связывать ДНК. При этом связывание ДНК-субстрата ферментом происходит по механизму «конформационной селекции».

• Лимитирующей стадией процесса NIR является диссоциация фермента из комплекса с продуктом. Продукт разрезания DHU-субстрата может выступать конкурентным ингибитором АРЕ1.

• Скорость гидролитического разрезания ДНК-субстрата, содержащего 5,6-дигидроуридин, ферментом АРЕ1 в процессе NIR сопоставима по величине со скоростью разрезания ДНК-субстрата, содержащего AP-сайт, в процессе BER, что свидетельствует о NIR, как о биологически значимом процессе.

2. Показано, что АРЕ1 изменяет свою конформацию при образовании комплексов со специфическими и неспецифическими ДНК, а в комплексах с субстратами, содержащими DHU, AP-сайт или тетрагидрофуран, подвергается изменениям конформации перед стадией гидролиза 5'-фосфодиэфирной связи, что свидетельствует об «индуцированной конформационной подгонке» молекулы фермента.

3. Установлено, что замена остатка Lys98 на аланин и удаление домена Ref-1 (61 аминокислота с N-конца) влияют на кинетические характеристики ферментативных процессов с участием АРЕ1.

• Мутация Lys98Ala оказывает более сильное влияние на катализ в процессе NIR, чем в процессе BER.

• Присутствие домена Ref-1 в АРЕ1 приводит к уменьшению стабильности начальных комплексов АРЕ1 как с неповреждённой ДНК, так и с ДНК, содержащей F или AP-сайт, специфическому узнаванию повреждённой ДНК, содержащей DHU, ускорению каталитической стадии в процессе NIR и увеличению стабильности комплекса фермента с продуктом, что может способствовать эффективной передаче расщеплённого продукта последующим ферментам, участвующим в процессах репарации NIR и BER.

Заключение

.

В представленной работе исследованы кинетические механизмы действия апуриновой/апиримидиновой эндонуклеазы человека АРЕ1 и её мутантных форм АРЕ1К98А и ЫА61АРЕ1 в процессах инцизионной репарации нуклеотидов и эксцизионной репарации оснований. Предложены кинетические схемы взаимодействия фермента с неповреждённой ДНК и ДНК, содержащей БНи, АР-сайт или Р. Получены количественные параметры этих процессов.

АРЕ1 взаимодействует с неповреждённой ДНК двухстадийно: после образования начального комплекса фермент меняет свою конформацию. Вероятно, при этом АРЕ1 пытается сформировать специфический фермент-субстратный комплекс, в котором было бы возможно разрезание ДНК. Вместо такого специфического комплекса образуется лишь второй неспецифический комплекс фермента с лигандом, не способный к расщеплению ДНК.

Исходя из того, что интенсивность флуоресценции Тгр АРЕ1 в процессе второй стадии изомеризации комплекса в двух разных буферах менялась разнонаправлено, был сделан вывод о том, что в процессе изомеризации фермента в комплексе с неповреждённой ДНК конформация АРЕ1 вблизи остатков Тгр меняется по-разному в зависимости от рН и.

2+ концентрации ионов .

Получено, что около 100% молекул АРЕ1 активно для связывания ДНК. В то же время, в случае разрезания субстрата, содержащего БНи, ферментом, амплитуда начального скачка на кинетических кривых накопления продуктов разрезания снижена. На основании этих данных был сделан вывод, что фермент существует, по крайней мере, в двух конформационных формах.

Была предложена кинетическая схема превращения субстрата, содержащего остаток БНи, ферментом АРЕ1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов. В начальный момент времени часть фермента существует в конформации (Е1), энергетически менее выгодной, но более активной для разрезания БНи-субстрата, другая часть фермента существует в конформации (Е2), энергетически более выгодной, но намного менее активной для разрезания данного субстрата. Менее активная форма фермента может либо медленно образовывать начальный фермент-субстратный комплекс, либо также медленно превращаться в более активную форму. Фермент в более активной конформации Е1 быстро образует начальный фермент-субстратный комплекс (Е8)1, который подвергается двум конформационным переходам в (Е8)2 и (Е8)3. Затем протекает быстрый гидролиз.

5'-фосфодиэфирной связи субстрата, вслед за которым происходят две стадии коиформационых превращений комплекса фермента с продуктом ферментативной реакции. После этого следует лимитирующий процесс высвобождения фермента из стабильного комплекса с продуктом.

Была предложена кинетическая схема, описывающая механизм действия фермента АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований. Она включает в себя следующие стадии: образование начального фермент-субстратного комплекса, его изомеризацию, гидролиз 5'-фосфодиэфирной связи субстрата, изомеризацию фермента в комплексе с продуктом реакции и диссоциацию фермента из комплекса с продуктом. Было высказано предположение, что равновесие между конформационно различными формами свободного фермента сильно смещено в сторону формы, активной для разрезания субстратов, содержащих АР-сайт и F. Поэтому, зафиксировать этот конформационный переход не удалось.

Показано, что при связывании АРЕ1 с субстратом, содержащим DHU, имеет место конформационная селекция. Фермент существует в равновесии, по меньшей мере, между двумя конформациями. Такие структурно различные повреждения, как АР-сайт и DHU, связываются различными конформационными формами АРЕ1. Следовательно, структура фермента в области активного центра довольно пластична.

Кроме того, было показано, что фермент в комплексах с субстратами, содержащими DHU, АР-сайт или F, подвергается изменениям конформации перед стадией гидролиза 5'-фосфодиэфирной связи. Таким образом, в исследованных фермент-субстратных комплексах присутствует индуцированная конформационная подгонка. Этот результат опровергает ранее высказанное основанное на рентгеноструктурных данных предположение о том, что АРЕ1 имеет жёсткую, заранее сформированную для связывания АР-ДНК структуру и не подвергается конформационным изменениям в процессе катализа. В настоящей работе было высказано предположение, что изменения конформации фермента после образования начального фермент-субстратного комплекса приводят к изгибанию ДНК и выворачиванию AP-сайта или DHU из спирали. При этом образуются каталитически активные фермент-субстратные комплексы, в которых происходит гидролиз 5-фосфодиэфирной связи субстратов. В то же время, в каталитически неактивном комплексе АРЕ1 с неповреждённой ДНК фермент также меняет свою конформацию. На основании представленных данных было высказано предположение о механизме поиска повреждения ДНК ферментом. Двигаясь по ДНК, АРЕ1 меняет свою конформацию, непрерывно «пытаясь» сформировать каталитически активный комплекс. Такой комплекс ферменту удаётся образовать при взаимодействии с сайтами ДНК, которые содержат повреждения, являющиеся субстратами для АРЕ1.

Более того, показано, что АРЕ1 также подвергается конформационным превращениям в процессе гидролиза 5'-фосфодиэфирных связей субстратов и в комплексах с продуктами ферментативных реакций. Таким образом, фермент подвергается конформационным перестройкам на всех стадиях ферментативных процессов.

Полученные в работе значения кинетических параметров показали, что формирование комплексов АРЕ1 со специфическими субстратами, содержащими как АР-сайт и F, так и DHU, кинетически более выгодно, чем формирование неспецифических комплексов данного фермента с неповреждённой ДНК.

Высказано предположение, что участие АРЕ1 в инцизионной репарации нуклеотидов может иметь биологическое значение. Такой вывод был сделан на основании того, что гидролиз 5'-фосфодиэфирной связи субстрата, содержащего DHU, осуществляемый АРЕ1 без участия ДНК-гликозилаз, протекает быстро. Так, скорость гидролитического разрезания ДНК-субстрата, содержащего DHU, ферментом АРЕ1 в процессе NIR сопоставима по величине со скоростью разрезания ДНК-субстрата, содержащего апуриновый/апиримидиновый сайт, в процессе BER.

Показано, что комплексы АРЕ1 с продуктами разрезания субстратов, содержащих DHU, АР-сайт и F, термодинамически стабильны. После химического разрезания субстратов происходят конформационные превращения комплексов фермента с продуктами ферментативных реакций как в процессе NIR, так и BER. В процессе инцизионной репарации нуклеотидов при расщеплении субстрата, содержащего DHU, лимитирующей стадией процесса является диссоциация фермента из комплекса с продуктом. Ранее [41] было показано, что действие АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований также лимитируется стадией, следующей за химическим разрезанием F-субстрата. Кроме того, в работе [14] было выявлено, что АРЕ1 структурно оптимизирован для того, чтобы удерживать расщеплённую ДНК, содержащую АР-сайт. Результаты настоящей работы позволяют сделать вывод о том, что данный фермент оптимизирован и для связывания расщеплённой ДНК, содержащей остаток DHU. По-видимому, существование прочного комплекса между АРЕ1 и продуктами разрезания субстратов обеспечивает координированное присоединение других белков, участвующих в репарации, к субстратам и передачу субстратов от одного фермента к другому.

На основании того факта, что значения равновесных констант диссоциации комплексов АРЕ1 с БНи-субстратом и продуктом разрезания этого субстрата практически не отличаются, можно сделать заключение, что продукт разрезания субстрата, содержащего ОНи, может являться конкурентным ингибитором АРЕ1. Ранее было показано, что продукт разрезания Б-субстрата также является конкурентным ингибитором данного фермента [32]. у.

Установлено, что рН и концентрация ионов Р^ влияют на активность фермента. Так, взаимодействия АРЕ1 с неповреждённой ДНК в буфере, оптимальном для ВЕЯ (рН 7,5, 5 мМ Г^Ог) протекают значительно быстрее, чем в буфере, оптимальном для N111 (рН 6,8, 0,01 мМ М§ С12). Значения констант скорости прямых и обратных реакций стадий образования начального фермент-субстратного комплекса и изомеризации этого комплекса были выше в буфере ВЕЯ, чем в N111. В то же время, стабильность начального комплекса в двух разных буферах различалась слабо, а стабильность второго комплекса, образующегося на стадии изомеризации, была выше в буфере N111. При взаимодействии АРЕ1 с ДНК, содержащей аналог АР-сайта (Б), значения констант скорости прямой и обратной реакций стадии образования начального фермент-субстратного комплекса, константы скорости прямой реакции стадии изомеризации этого комплекса и константы скорости гидролиза 5-фосфодиэфирной связи субстрата были также выше в буфере ВЕЯ, чем в N111. Лишь константа скорости обратной реакции стадии изомеризации начального комплекса была выше в буфере N111, чем в ВЕЯ. Стабильность начального специфического комплекса АРЕ1 с Б-субстратом в двух разных буферах практически не различалась, как и в случае неспецифического комплекса, а стабильность второго каталитически активного специфического комплекса была выше в буфере ВЕЯ. При взаимодействии АРЕ1 с ДНК, содержащей ОНи, начальный столкновительный комплекс также формировался быстрее в буфере ВЕЯ. Напротив, скорости превращения менее активной формы фермента, гидролиза 5'-фосфодиэфирной связи ОНи-субстрата и медленной изомеризации комплекса фермента с продуктом ферментативной реакции были выше в буфере №Я, чем в ВЕЯ. Диссоциация фермента из комплекса с БНи-продуктом в двух разных буферах происходила практически с одинаковой скоростью.

В представленной работе было исследовано влияние замены лизина-98 на аланин (К98А) на кинетику действия АРЕ1. Ранее было показано, что лизин-98 принимает участие в координации одного из двух ионов М§- (в сайте связывания А) в активном центре фермента, и его замена приводит к образованию альтернативной структуры в области активного центра. Поскольку АРЕ1 разрезает разные по структуре ДНК-субстраты, узнаваемые разными конформациями фермента, изучение влияния различных конформаций фермента на активности BER и NIR представляет большой интерес.

Данные, полученные в работе, показывают, что мутация К98А влияет на образование начального неспецифического комплекса фермента с неповреждённой ДНК сложным образом, зависящим от концентрации ионов Mg и рН. Эта мутация практически устраняет наблюдавшиеся для АРЕ1 большие различия между значениями соответствующих констант скорости прямой и обратной реакций стадии образования такого начального комплекса, полученными в двух разных буферах. Более того, замена Lys98 на Ala затрудняет индуцированную подгонку фермента в комплексе с неповреждённой ДНК.

Кроме того, мутация К98А значительно затрудняет индуцированную подгонку фермента в комплексе с F-содержащим субстратом, приводящую к образованию каталитически активного комплекса. Эта мутация также снижает скорость гидролиза 5'-фосфодиэфирной связи F-субстрата. В случае взаимодействия фермента с ДНК, содержащей природный АР-сайт, замена К98А существенно понижает стабильность начального комплекса и ускоряет конформационные переходы в комплексе фермента с АР-субстратом. Таким образом, АРЕ1 по-разному взаимодействует с АР-сайтом и остатком тетрагидрофурана, который широко используется в качестве стабильного аналога АР-сайта.

Получено, что в процессе инцизионной репарации нуклеотидов замена лизина-98 на аланин значительно замедляет активацию менее активной формы фермента Е2, так же, как и гидролиз 5-фосфодиэфирной связи DHU-субстрата. Более того, эта аминокислотная замена замедляет конформационную перестройку комплекса фермента с продуктом разрезания DHU-субстрата.

Было высказано предположение, что ферментативным стадиям, на которые влияет.

У+ замена К98А, требуется надлежащая координация ионов Mg в сайте связывания металла А.

Показано, что мутация К98А больше влияет на катализ в процессе инцизионной репарации нуклеотидов, чем в процессе эксцизионной репарации оснований, так как при такой замене константы скорости гидролитического разрезания субстратов, содержащих DHU и F, понижаются в 200 и 12 раз, соответственно. На основании того, что мутация К98А оказывает влияние на разрезание и DHU-субстрата, и F-субстрата, был сделан вывод, что двухвалентный ион металла, координированный в сайте А, для разрезания DHU необходим так же, как и для разрезания АР-сайта. Следовательно, наиболее вероятно, что АРЕ1 использует один и тот же активный центр для катализа разрезания субстратов, содержащих.

DHU и АР-сайт. Таким образом, фермент может принимать конформацию, обеспечивающую необходимую ориентацию DHU в этом активном центре.

Кроме того, в представленной работе было проанализировано влияние N-концевого домена Ref-1 (61 аминокислота с N-конца), отсутствующего в бактериальных гомологах АРЕ1, на кинетику действия фермента. Ранее было показано, что Ref-1 не требуется для АР-эндонуклеазной активности АРЕ1, но необходим для эффективной инцизионной репарации нуклеотидов. В то же время, не было получено никаких количественных кинетических параметров действия укороченного фермента NA61 АРЕ 1, которые помогли бы определить роль домена Ref-1 в процессах BER и NIR.

В настоящей работе показано, что домен Ref-1 затрудняет связывание АРЕ1 с неповреждённой ДНК. Как и в случае замены К98А, мутация NA61 влияет на скорость образования начального неспецифического фермент-субстратного комплекса сложным образом, зависящим от концентрации ионов Mg и pH. Мутация К98А значительно сглаживает, а мутация NA61 полностью устраняет наблюдавшиеся для АРЕ1 большие различия между значениями константы скорости прямой реакции стадии образования начального комплекса, полученными в двух разных буферах. Следовательно, структура фермента дикого типа эволюционно оптимизирована таким образом, чтобы скорость начального связывания АРЕ1 с неповреждённой ДНК сильно зависела от концентрации ионов Mg и pH. Более того, как и замена К98А, мутация NA61 замедляет индуцированную подгонку фермента в комплексе с неповреждённой ДНК.

Присутствие домена Ref-1 в АРЕ1 приводит к уменьшению стабильности начальных комплексов фермента как с неповреждённой ДНК, так и с ДНК, содержащей F или АР-сайт. В процессе BER этот домен влияет на скорость изомеризации начального комплекса и стабильность второго каталитически активного фермент-субстратного комплекса, причём это влияние не одинаково в случае Fи AP-субстратов. В то же время, значительного влияния на скорость гидролиза 5'-фосфодиэфирной связи F-субстрата домен Ref-1 не оказывает. Кроме того, удаление N-концевого домена немного понижает стабильность комплекса фермента с продуктом разрезания F-субстрата.

Полученные в работе данные показали, что при связывании с ДНК укороченный фермент не оказывает никакого предпочтения субстрату, содержащему DHU. Таким образом, Ref-1 обеспечивает специфическое узнавание повреждённой ДНК, содержащей DHU, главным образом благодаря тому, что этот домен замедляет образование комплекса АРЕ1 с неповреждённой ДНК в буфере, оптимальном для NIR. Также, в процессе NIR домен Ref-1 ускоряет активацию менее активной формы фермента Е2 (Л:^), гидролиз.

5'-фосфодиэфирной связи БНИ-субстрата и конформационную перестройку комплекса фермента с продуктом разрезания ОНЦ-субстрата. Домен ЯеМ немного повышает сродство АРЕ1 к продукту разрезания ЭНи-субстрата, так же, как и к продукту разрезания Б-субстрата. Опираясь на эти данные можно предположить, что домен ЯеМ делает передачу расщеплённого продукта последующим ферментам, участвующим в репарации, более эффективной.

Домен ЯеМ ускоряет гидролиз 5-фосфодиэфирной связи БНи-субстрата в 500 раз, в то время как значительного влияния на скорость гидролиза Б-субстрата не оказывает. Таким образом, в процессе эволюции фермент АРЕ1 вместе с доменом 11еМ приобрёл способность осуществлять эффективную инцизионную репарацию нуклеотидов.

Результаты, полученные в настоящей работе, важны для понимания механизма действия АРЕ1 в процессе инцизионной репарации нуклеотидов и биологической роли такого пути репарации. Кроме того, полученные данные позволяют выявить ранее неизвестные аспекты действия АРЕ1 в процессе эксцизионной репарации оснований.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Gros, L., Saparbaev, M.K., Laval, J. Enzymology of the repair of free radicals-induced DNA damage // Oncogene. 2002. — V. 21. — P. 8905−8925.
  2. Lindahl, Т., Nyberg, B. Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid // Biochemistry. -1972.-V. 11.-P. 3610−3618.
  3. Burrows, C.J., Muller, J.G. Oxidative nucleobase modifications leading to strand scission // Chem. Rev. 1998. -V. 98.-P. 1109−1151.
  4. Demple, В., Herman, Т., Chen, D.S. Cloning and expression of APE, the cDNA encoding the major human apurinic endonuclease: definition of a family of DNA repair enzymes // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1991. — V. 88.-P. 11 450−11 454.
  5. Robson, C.N., Hickson, I.D. Isolation of cDNA clones encoding a human apurinic/apyrimidinic endonuclease that corrects DNA repair and mutagenesis defects in E. coli xth (exonuclease III) mutants //Nucleic Acids Res. 1991. -V. 19. — P. 5519−5523.
  6. Ischenko, A.A., Saparbaev, M.K. Alternative nucleotide incision repair pathway for oxidative DNA damage //Nature. 2002. — V. 415. — P. 183−187.
  7. Ishchenko, A.A., Sanz, G., Privezentzev, C.V., Maksimenko, A.V., Saparbaev, M. Characterisation of new substrate specificities of Escherichia coli and Saccharomyces cerevisiae AP endonucleases // Nucleic Acids Res. 2003. — V. 31. — P. 6344−6353.
  8. Gros, L., Ishchenko, A.A., Ide, H., Elder, R.H., Saparbaev, M.K. The major human AP endonuclease (Apel) is involved in the nucleotide incision repair pathway // Nucleic Acids Res. 2004. — V. 32. — P. 73−81.
  9. Ishchenko, A.A., Ide, H., Ramotar, D., Nevinsky, G., Saparbaev, M. a-Anomeric deoxynucleotides, anoxic products of ionizing radiation, are substrates for the endonuclease IV-type AP endonucleases // Biochemistry. 2004. — V. 43. — P. 15 210−15 216.
  10. Daviet, S., Couve-Privat, S., Gros, L., Shinozuka, K., Ide, H., Saparbaev, M., Ishchenko, A.A. Major oxidative products of cytosine are substrates for the nucleotide incision repair pathway // DNA Repair. 2007. — V. 6. — P. 8−18.
  11. Kim, K., Biade, S., Matsumoto, Y. Involvement of flap endonuclease 1 in base excision DNA repair // J. Biol. Chem. 1998. — V. 273. — P. 8842−8848.
  12. Mol, D.C., Izumi, T., Mitra, S., Tainer, J.A. DNA-bound structures and mutants reveal abasic DNA binding by APE1 and DNA repair coordination // Nature. 2000. — V. 403. — P. 451— 456.
  13. Oezguen, N., Schein, C.H., Peddi, S.R., Power, T.D., Izumi, T., Braun, W. A «moving metal mechanism» for substrate cleavage by the DNA repair endonuclease APE-1 // Proteins: Structure, Function, and Bioinformatics. 2007. — V. 68. — P. 313−323.
  14. Puyet, A., Greenberg, B., Lacks, S. The exoA gene of Streptococcus pneumoniae and its product, a DNA exonuclease with apurinic endonuclease activity // J. Bacteriol. 1989. — V. 171.-P. 2278−2286.
  15. Saporito, S.M., Smith-White, B.J., Cunningham, R.P. Nucleotide sequence of the xth gene of Escherichia coli K-12 // J. Bacteriol. 1988. — V. 170. — P. 4542−4547.
  16. Sander, M., Lowenhaupt, K., Rich, A. Drosophila Rrpl protein: an apurinic endonuclease with homologous recombination activities // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1991. — V. 88. — P. 6780−6784.
  17. Xanthoudakis, S., Miao, G., Wang, F., Pan, Y. C., Curran, T. Redox activation of Fos-JunDNAbinding activity is mediated by a DNA repair enzyme // EMBO J. 1992. — V. 11. -P. 3323−3335.
  18. Walker, L.J., Robson, C.N., Black, E., Gillespie, D., Hickson, I.D. Identification of residues in the human DNA repair enzyme HAP1 (Ref-1) that are essential for redox regulation of Jun DNA binding // Mol. Cell. Biol. 1993. — V. 13. — P. 5370−5376.
  19. Jayaraman, L., Murthy, K.G.K., Zhu, C., Curran, T., Xanthoudakis, S., Prives, C. Identification of redox/repair protein Ref-1 as a potent activator of p53 // Genes Dev. 1997. — V. 11.-P. 558−570.
  20. Xanthoudakis, S., Miao, G.G., Curran, T. The redox and DNA-repair activities of Ref-1 are encoded by nonoverlapping domains // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. — V. 91. — P. 2327.
  21. Hadi, M.Z., Coleman, M.A., Fidelis, K., Mohrenweiser, H.W., Wilson D.M. Functional characterization of APE1 variants identified in the human population // Nucleic Acids Res. -2000.-V. 28.-P. 3871−3879.
  22. Chou, K.-M., Kukhanova, M., Cheng, Y.-C. A novel action of human apurinic/apyrimidinic endonuclease: excision of L-configuration deoxyribonucleoside analogs from the 3' termini of DNA//J. Biol. Chem. -2000. V. 275.-P. 31 009−31 015.
  23. Suh, D., Wilson, D.M. 3rd, Povirk, L.F. 3'-phosphodiesterase activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease at DNA double-strand break ends // Nucleic Acids Res. -1997.-V. 25.-P. 2495−2500.
  24. Barzilay, G., Walker, L.J., Robson, C.N., Hickson, I.D. Site-directed mutagenesis of the human DNA repair enzyme HAP1: identification of residues important for AP endonuclease and RNase H activity // Nucleic Acids Res. 1995. — V. 23. — P. 1544−1550.
  25. Hill, J.W., Hazra, T.K., Izumi, T., Mitra, S. Stimulation of human 8-oxoguanine-DNA glycosylase by AP-endonuclease: potential coordination of the initial steps in base excision repair // Nucleic Acids Res. 2001. — V. 29. — P. 430−438.
  26. Bennett, R.A., Wilson, D.M. 3rd, Wong, D., Demple, B. Interaction of human apurinic endonuclease and DNA polymerase p in the base excision repair pathway // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1997. — V. 94. — P. 7166−7169.
  27. Masuda, Y., Bennett, R.A.O., Demple, B. Dynamics of the interaction of human apurinic endonuclease (APE1) with its substrate and product // J. Biol. Chem. 1998. — V. 273. — P. 30 352−30 359.
  28. Dianova, 1.1., Bohr, V.A., Dianov, G.L. Interaction of human AP endonuclease 1 with flap endonuclease 1 and proliferating cell nuclear antigen involved in long-patch base excision repair // Biochemistry. 2001. — V. 40. — P. 12 639−12 644.
  29. Ranalli, T.A., Tom, S., Bambara, R.A. AP endonuclease 1 coordinates flap endonuclease 1 and DNA ligase I activity in long patch base excision repair // J. Biol. Chem. 2002. — V. 277. — P. 41 715^1724.
  30. Tom, S., Ranalli, T.A., Podust, V.N., Bambara, R.A. Regulatory roles of p21 and apurinic/apyrimidinic endonuclease 1 in base excision repair // J. Biol. Chem. 2001. — V. 276.-P. 48 781−48 789.
  31. Chou. K.M., Cheng, Y.C. An exonucleolytic activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease on З'-mispaired DNA //Nature. 2002. — V. 415. — P. 655−659.
  32. Sokhansanj, B.A., Rodrigue, G.R., Fitch, J.P., Wilson, D.M. 3rd. A quantitative model of human DNA base excision repair. I. Mechanistic insights // Nucleic Acids Res. 2002. -V. 30.-P. 1817−1825.
  33. , И.В., Мартинек, К. Основы физической химии ферментативного катализа М.: Высшая школа, 1977. — С. 171−175, 216−218.
  34. Chou, К.М., Cheng, Y.C. The exonuclease activity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease (APE1). Biochemical properties and inhibition by the natural dinucleotide Gp4G // J. Biol. Chem. 2003. — V. 278. — P. 18 289−18 296.
  35. Maher, R.L., Bloom, L.B. Pre-steady-state kinetic characterization of the AP endonuclease activity of human AP endonuclease 1 // J. Biol. Chem. 2007. -V. 282. — P. 30 577−30 585.
  36. Kanazhevskaya, L. Yu, Koval, V.V., Zharkov, D.O., Strauss, P.R., Fedorova, O.S. Conformational transitions in human AP endonuclease 1 and its active site mutant during abasic site repair // Biochemistry. 2010. — V. 49. — P. 6451−6461.
  37. , Дж. Основы флуоресцентной спектроскопии М.: Мир, 1986. — С. 22−24, 345 365.
  38. Royer, С.А. Probing protein folding and conformational transitions with fluorescence // Chem. Rev.-2006.-V. 106.-P. 1769−1784.
  39. Guest, C.R., Hochstrasser, R.A., Sowers, L.C., Millar, D.P. Dynamics of mismatched base pairs in DNA // Biochemistry. 1991. — V. 30. — P. 3271−3279.
  40. Bloom, L.B., Otto, M.R., Beechem, J.M., Goodman, M.F. Influence of 5-nearest neighbors on the insertion kinetics of the fluorescent nucleotide analog 2-aminopurine by Klenow fragment // Biochemistry. 1993. — V. 32. — P. 11 247−11 258.
  41. Hochstrasser, R.A., Carver, T.E., Sowers, L.C., Millar, D.P. Melting of a DNA helix terminus within the active site of a DNA polymerase // Biochemistry. 1994. — V. 33. — P. 1 197 111 979.
  42. Raney, K. D, Sowers, L. C, Millar, D. P, Benkovic, S.J. A fluorescence-based assay for monitoring helicase activity // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1994. V. 91. — P. 6644−6648.
  43. Johnson, K.A. The Enzymes. Mechanisms of catalysis // California: Academic Press, Inc., 1992. V. 20. — P. 1−60.
  44. Izumi, T., Mitra, S. Deletion analysis of human AP-endonuclease: minimum sequence required for the endonuclease activity // Carcinogenesis. 1998. — V. 19. — P. 525−527.
  45. Goodhead, D.T. Initial events in the cellular effects of ionizing radiations: clustered damage in DNA // Int. J. Radiat. Biol. 1994. — V. 65. — P. 7−17.
  46. Boiteux, S., Laval, J. Coding properties of poly (deoxycytidylic acid) templates containing uracil or apyrimidinic sites: in vitro modulation of mutagenesis by deoxyribonucleic acid repair enzymes //Biochemistry. 1982. -V. 21. — P. 6746−6751.
  47. Demple, B., Harrison, L. Repair of oxidative damage to DNA: enzymology and biology // Annu. Rev. Biochem.- 1994.-V. 63.-P. 915−948.
  48. Kane, C.M., Linn, S. Purification and characterization of an apurinic/apyrimidinic endonuclease from HeLa cells // J. Biol. Chem. 1981. — V. 256. — P. 3405−3414.
  49. Rothwell, D.G., Hickson, I.D. Asparagine 212 is essential for abasic site recognition by the human DNA repair endonuclease HAP1 // Nucleic Acids Res. 1996. — V. 24. — P. 42 174 221.
  50. , D.M. 3rd, Takeshita, M., Demple, B. Abasic site binding by the human apurinic endonuclease, Ape, and determination of the DNA contact sites // Nucleic Acids Res. 1997. -V. 25.-P. 933−939.
  51. Masuda, Y., Bennett, R.A., Demple, B. Rapid dissociation of human apurinic endonuclease (APE1) from incised DNA induced by magnesium // J. Biol. Chem. 1998. — Y. 273. — P. 30 360−30 365.
  52. , Н.Г., Лохова, И.А., Максакова, Г. А., Цветков, И.В., Невинский, Г. А. Апурин/апиримидиновая эндонуклеаза из плаценты человека. Узнавание ферментом апуринизированной ДНК // Мол. Биол. 1996. — Т. 30. — С. 220−230.
  53. , G., Мої, C.D., Robson, C.N., Walker, L J., Cunningham, R.P., Tainer, J.A., Hickson, I.D. Identification of critical active-site residues in the multifunctional human DNA repair enzyme HAP1 // Nat. Struct. Biol. 1995. — V. 2. — P. 561−568.
  54. Strauss, P. R, Beard, W.A., Patterson, T.A., Wilson, S.H. Substrate binding by human apurinic/apyrimidinic endonuclease indicates a Briggs-Haldane mechanism // J. Biol. Chem. -1997.-V. 272.-P. 1302−1307.
  55. Melo, L.F., Mundle, S.T., Fattal, M.H., O’Regan, N.E., Strauss, P.R. Role of active site tyrosines in dynamic aspects of DNA binding by AP endonuclease // DNA Repair. 2007. -V. 6.-P. 374−382.
  56. Berg, O.G., Winter, R.B., von Hippel, P.H. Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 1. Models and theory // Biochemistry. 1981. — V. 20. — P. 6929−48.
  57. Winter, R.B., von Hippel, P.H. Diffusion-driven mechanisms of protein translocation on nucleic acids. 2. The Escherichia coli repressor-operator interaction: equilibrium measurements // Biochemistry. 1981. — V. 20. — P. 6948−60.
  58. Higley, M., Lloyd, R.S. Processivity of uracil DNA glycosylase // Mutat. Res. 1993. — V. 294.-P. 109−116.
  59. Gruskin, E.A., Lloyd, R.S. The DNA scanning mechanism of T4 endonuclease V. Effect of NaCl concentration on processive nicking activity // J. Biol. Chem. 1986. — V. 261. — P. 9607−9613.
  60. , Г. В., Жарков, Д.О. Механизм поиска субстратов ферментами эксцизионной репарации оснований // Доклады АН. 2011. — Т. 437. — № 5. — С. 695−698.
  61. , D.M. 3rd, Takeshita, М., Grollman, А.Р., Demple, В. Incision activity of human apurinic endonuclease (Apel) at abasic site analogs in DNA // J. Biol. Chem. 1995. — V. 270. -P. 16 002−16 007.
  62. Chen, D.S., Herman, V., Demple, B. Two distinct human DNA diesterases that hydrolyze 3'-blocking deoxyribose fragments from oxidized DNA // Nucleic Acids Res. 1991. — V. 19. -P. 5907−5914.
  63. Weiss, B. Endonuclease II of Escherichia coli is exonuclease III // J. Biol. Chem. 1976. — V. 251. P.1896−901.
  64. Mckenzie, J.A., Strauss, P.R. Oligonucleotides with bistranded abasic sites interfere with substrate binding and catalysis by human apurinic/apyrimidinic endonuclease // Biochemistry. -2001.-V. 40.-P. 13 254−13 261.
  65. Chaudhry, M.A., Weinfeld, M. Induction of double-strand breaks by SI nuclease, mung bean nuclease and nuclease PI in DNA containing abasic sites and nicks // Nucleic Acids Res. -1995.-V. 23.-P. 3805−3809.
  66. Chaudhry, M.A., Weinfeld, M. Reactivity of human apurinic/apyrimidinic endonuclease and Escherichia coli exonuclease III with bistranded abasic sites in DNA // J. Biol. Chem. 1997. -V. 272.-P. 15 650−15 655.
  67. , Н.Г., Петрусёва, И.О., Булычёв, Н.В., Максакова, Г. А., Джонсон, Ф., Невинский, Г. А. Выделение и характеристика субстратной специфичности апурин/апиримидиновой эндонуклеазы из плаценты человека // Мол. Биол. 1997. — Т. 31.-С. 1104−1111.
  68. Mol, C.D., Kuo, C.F., Thayer, М.М., Cunningham, R.P., Tainer, J.A. Structure and function of the multifunctional DNA-repair enzyme exonuclease III // Nature. 1995. — V. 374. — P. 381 386.
  69. Erzberger, J.P., Barsky, D., Scharer, O.D., Colvin, M.E., Wilson, D.M. 3rd. Elements in abasic site recognition by the major human and Escherichia coli apurinic/apyrimidinic endonucleases // Nucleic Acids Res. 1998. — V. 26. — P. 2771−2778.
  70. Shida, T., Noda, M., Sekiguchi, J. Cleavage of single- and double-stranded DNAs containing an abasic residue by Escherichia coli exonuclease III (AP endonuclease VI) // Nucleic Acids Res. 1996. — V. 24. — P. 4572−4576.
  71. Scharer, O.D., Nash, H.M., Jiricny, J., Laval, J., Verdine, G.L. Specific binding of a designed pyrrolidine abasic site analog to multiple DNA glycosylases // J. Biol. Chem. 1998. — V. 273. -P. 8592−8597.
  72. Sanderson, B.J., Chang, C.N., Grollman, A.P., Henner, W.D. Mechanism of DNA cleavage and substrate recognition by a bovine apurinic endonuclease // Biochemistry. 1989. — V. 28. -P. 3894−901.
  73. Marenstein, D.R., Wilson, D.M. 3rd, Teebor, G.W. Human AP endonuclease (APE1) demonstrates endonucleolytic activity against AP sites in single-stranded DNA // DNA Repair. -2004. -V. 3. P. 527−533.
  74. Rothwell, D.G., Hang, B., Gorman, M.A., Freemont, P. S., Singer, B., Hickson, I.D. Substitution of Asp-210 in HAP1 (APE/Ref-1) eliminates endonuclease activity but stabilises substrate binding // Nucleic Acids Res. 2000. — V. 28. -P. 2207−2213.
  75. Lowry, D.F., Hoyt, D.W., Khazi, F.A., Bagu, J., Lindsey, A.G., Wilson, D.M. 3rd. Investigation of the role of the histidine-aspartate pair in the human exonuclease Ill-like abasic endonuclease Apel // J. Mol. Biol. 2003. — V. 329. — P. 311−322.
  76. , D.M. 3rd. Apel abasic endonuclease activity is regulated by magnesium and potassium concentrations and is robust on alternative DNA structures // J. Mol. Biol. 2005. — V. 345. -P. 1003−1014.
  77. Nguyen, L.H., Barsky, D., Erzberger, J.P., Wilson, D.M. 3rd. Mapping the protein-DNA interface and the metal-binding site of the major human apurinic/apyrimidinic endonuclease // J. Mol. Biol. 2000. — V. 298. — P. 447−459.
  78. Fan, J., Matsumoto, Y., Wilson, D.M. 3rd. Nucleotide sequence and DNA secondary structure, as well as replication protein A, modulate the single-stranded abasic endonuclease activity of APE1 //J. Biol. Chem. 2006. — V. 281. — P. 3889−3898.
  79. Wold, M.S. Replication protein A: a heterotrimeric, single-stranded DNA-binding protein required for eukaryotic DNA metabolism // Annu. Rev. Biochem. 1997. — V. 66. — P. 61−92.
  80. Berquist, B.R., McNeill, D.R., Wilson, D.M. 3rd. Characterization of abasic endonuclease activity of human Apel on alternative substrates, as well as effects of ATP and sequence context on AP site incision // J. Mol. Biol. 2008. -V. 379. — P. 17−27.
  81. Saenger, W. Structure and catalytic function of nucleases // Curr. Opin. Struct. Biol. 1991. -V. l.-P. 130−138.
  82. Izumi, T., Malecki, J., Chaudhry, M.A., Weinfeld, M., Hill, J.H., Lee, J.C., Mitra, S. Intragenic suppression of an active site mutation in the human apurinic/apyrimidinic endonuclease // J. Mol. Biol. 1999. — V. 287. — P. 47−57.
  83. Lucas, J.A., Masuda, Y., Bennett, R.A.O., Strauss, N.S., Strauss, P.R. Single-turnover analysis of mutant human apurinic/apyrimidinic endonuclease // Biochemistry. 1999. — V. 38.-P. 4958−4964.
  84. Singer, B., Hang, B. Exocyclic DNA adducts in mutagenesis and carcinogenesis / Ed. B. Singer, H. Bartsch. Lyon, France: IARC Scientific Publications, 1999. — N 150. — P. 233−248.
  85. Walker, L.J., Craig, R.B., Harris, A.L., Hickson, I.D. A role for the human DNA repair enzyme HAP1 in cellular protection against DNA damaging agents and hypoxic stress // Nucleic Acids Res. 1994. -V. 22. -P. 4884−4889.
  86. Mol, C.D., Hosfield, D.J., Tainer, J.A. Abasie site recognition by two apurinic/apyrimidinic endonuclease families in DNA base excision repair: the 3' ends justify the means // Mutat. Res. 2000. — V. 460. — P. 211−229.
  87. Izumi, T., Schein, C.H., Oezguen, N., Feng, Y., Braun, W. Effects of backbone contacts 3' to the abasic site on the cleavage and the product binding by human apurinic/apyrimidinic endonuclease (APE1) // Biochemistry. 2004. — V. 43. — P. 684−689.
  88. Shen, J.-C., Loeb, L.A. Mutations in the a8 loop of human APE1 alter binding and cleavage of DNA containing an abasic site // J. Biol. Chem. 2003. — V. 278. — P. 46 994−47 001.
  89. Chattopadhyay, R., Wiederhold, L., Szczesny, B., Boldogh, I., Hazra, T.K., Izumi, T., Mitra, S. Identification and characterization of mitochondrial abasic (AP)-endonuclease in mammalian cells // Nucleic Acids Res. 2006. — V. 34. — P. 2067−2076.
  90. Hudson, E.K., Hogue, B.A., Souza-Pinto, N.C., Croteau, D.L., Anson, R.M., Bohr, V.A., Hansford, R.G. Age-associated change in mitochondrial DNA damage // Free Radic. Res. -1998.-V. 29. P. 573−579.
  91. Yakes, F.M., Van Houten, B. Mitochondrial DNA damage is more extensive and persists longer than nuclear DNA damage in human cells following oxidative stress // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1997. — V. 94. — P. 514−519.
  92. Mantha, A.K., Oezguen, N., Bhakat, K.K., Izumi, T., Braun, W., Mitra, S. Unusual role of a cysteine residue in substrate binding and activity of human AP-endonuclease 1 // J. Mol. Biol. -2008.-V. 379.-P. 28−37.
  93. Mundle, S.T., Fattal, M.H., Melo, L.F., Coriolan, J.D., O’Regan, N.E., Strauss, P.R. Novel role of tyrosine in catalysis by human AP endonuclease 1 // DNA Repair. 2004. — V. 3. — P. 14 471 455.
  94. Ondrechen, M.J., Clifton, J.G., Ringe, D. THEMATICS: a simple computational predictor of enzyme function from structure // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 2001. — V. 98. — P. 1 247 312 478.
  95. Shehadi, I.H., Yang, Y., Ondrechen, M.J. Future directions in protein function prediction // Mol. Biol. Rep. 2002. — V. 29. — P. 329−335.
  96. Mundle, S.T., Delaney, J.C., Essigmann, J.M., Strauss, P.R. Enzymatic mechanism of human apurinic/apyrimidinic endonuclease against a THF AP site model substrate // Biochemistry. -2009.-V. 48.-P. 19−26.
  97. Connolly, B.A., Eckstein, F., Pingoud, A. The stereochemical course of the restriction endonuclease EcoRIcatalyzed reaction // J. Biol. Chem. 1984. — V. 259. — P. 10 760−10 763.
  98. Grasby, J.A., Connolly, B.A. Stereochemical outcome of the hydrolysis reaction catalyzed by the EcoRV restriction endonuclease//Biochemistry. 1992.-V. 31.-P. 7855−7861.
  99. Jeltsch, A., Alves, J., Wolfes, H., Maass, G., Pingoud, A. Substrate-assisted catalysis in the cleavage of DNA by the EcoRI and EcoRV restriction enzymes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1993. — V. 90. — P. 8499−8503.
  100. Koziolkiewicz, M., Stec, W.J. Application of phosphatebackbone-modified oligonucleotides in the studies on EcoRI endonuclease mechanism of action // Biochemistry. 1992. — V. 31. — P. 9460−9466.
  101. Nobbs, T.J., Williams, S.A., Connolly, B.A., Halford, S.E. Phosphorothioate substrates for the Sfil restriction endonuclease // J. Biol. Chem. 1998. — V. 379. — P. 599−604.
  102. , E. Быстрые реакции в растворе. М.: Мир, 1966. — 310 с.
  103. , Г. Методы исследования быстрых реакций. М.: Мир, 1997. — С. 9−75.
  104. Halford, S.E., Marko J.F. How do site-specific DNA-binding proteins find their targets? // Nucleic Acids Res. 2004. — V. 32. — P. 3040−3052.
  105. Yu, E., Gaucher, S.P., Hadi, M.Z. Probing conformational changes in Apel during the progression of base excision repair // Biochemistry. 2010. — V. 49. — P. 3786−3796.
  106. Lindahl, T. New class of enzymes acting on damaged DNA // Nature. 1976. — V. 259. — P. 64−66.
  107. Laval, J. Two enzymes are required for strand incision in repair of alkylated DNA // Nature. -1977.-V. 269.-P. 829−832.
  108. Blaisdell, J.O., Wallace, S.S. Abortive base-excision repair of radiation-induced clustered DNA lesions in Escherichia coli II Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2001. — V. 98. — P. 74 267 430.
  109. Friedberg, E.C., Meira, L.B. Database of mouse strains carrying targeted mutations in genes affecting biological responses to DNA damage. Version 5 // DNA Rep. 2003. — V. 2. — P. 501−530.
  110. Laval, J., Jurado, J., Saparbaev, M., Sidorkina, O. Antimutagenic role of base-excision repair enzymes upon free radical-induced DNA damage // Mutat. Res. 1998. — V. 402. — P. 93−102.
  111. Rosenquist, T.A., Zaika, E., Fernandes, A.S., Zharkov, D.O., Miller, H., Grollman, A.P. The novel DNA glycosylase, NEIL1, protects mammalian cells from radiation-mediated cell death // DNA Rep. 2003. — V. 2. — P. 581−591.
  112. Cunningham, R.P., Saporito, S.M., Spitzer, S.G., Weiss, B. Endonuclease IV (nfo) mutant of Escherichia coli II J. Bacteriol. 1986. — V. 168. — P. 1120−1127.
  113. Ramotar, D., Popoff, S.C., Gralla, E.B., Demple, B. Cellular role of yeast Apnl apurinic endonuclease/3'-diesterase: repair of oxidative and alkylation DNA damage and control of spontaneous mutation // Mol. Cell. Biol. 1991. — V. 11. — P. 4537−4544.
  114. Ljungquist, S. A new endonuclease from Escherichia coli acting at apurinic sites in DNA // J. Biol. Chem. 1977. — V. 252. — P. 2808−2814.
  115. McCullough, A.K., Dodson, M.L., Lloyd, R.S. Initiation of base excision repair: glycosylase mechanisms and structures // Annu. Rev. Biochem. 1999. — V. 68. — P. 255−285.
  116. Popoff, S.C., Spira, A.I., Johnson, A.W., Demple, B. Yeast structural gene (APN1) for the major apurinic endonuclease: homology to Escherichia coli endonuclease IV // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 1990. — V. 87. — P. 4193−4197.
  117. Boiteux, S., Guillet, M. Abasie sites in DNA: repair and biological consequences in Saccharomyces cerevisiae II DNA Repair. 2004. — V. 3. — P. 1−12.
  118. Johnson, A.W., Demple, B. Yeast DNA diesterase for 3'-fragments of deoxyribose: purification and physical properties of a repair enzyme for oxidative DNA damage // J. Biol. Chem. 1988. -V. 263. — P. 18 009−18 016.
  119. Johnson, A.W., Demple, B. Yeast DNA 3'-repair diesterase is the major cellular apurinic/apyrimidinic endonuclease: substrate specificity and kinetics // J. Biol. Chem. 1988. -V. 263.-P. 18 017−18 022.
  120. Liu, C., Pouliot, J.J., Nash, H.A. Repair of topoisomerase I covalent complexes in the absence of the tyrosyl-DNA phosphodiesterase Tdpl // Proc. Natl. Acad. Sei. USA. 2002. — V. 99. -P.14 970−14 975.
  121. Vance, J.R., Wilson, T.E. Repair of DNA strand breaks by the overlappingfunctions of lesion-specific and non-lesion-specific DNA 3'phosphatases // Мої. Cell. Biol. 2001. — V. 21. — P. 7191−7198.
  122. Lindahl, T., Wood, R.D. Quality control by DNA repair // Science. 1999. — V. 286. — P. 1897−1905.
  123. Elder, R.H., Dianov, G.L. Repair of dihydrouracil supported by base excision repair in mNTHl knock-out cell extracts // J. Biol. Chem. 2002. — V. 277. — P. 50 487−50 490.
  124. Pongracz, K., Bodell, W.J. Detection of 3'-hydroxy-l, N6-benzetheno-2'-deoxyadenosine 3'-phosphate by 32P postlabeling of DNA reacted with p-benzoquinone // Chem. Res. Toxicol. — 1991.-V. 4.-P. 199−202.
  125. Pongracz, K., Kaur, S., Burlingame, A.L., Bodell, W.J. Detection of (3'-hydroxy)-3,N4-benzetheno-2'-deoxycytidine-3'-phosphate by 32P-postlabeling of DNA reacted with p-benzoquinone // Carcinogenesis. 1990. — V. 11. — P. 1469−1472.
  126. Jowa, L., Winkle, S., Kalf, G., Witz, G., Snyder, R. Deoxyguanosine adducts formed from benzoquinone and hydroquinone // Adv. Exp. Med. Biol. 1986. -V. 197. — P. 825−832.
  127. Jowa, L., Witz, G., Snyder, R., Winkle, S., Kalf, G. Synthesis and characterization of deoxyguanosine-benzoquinone adducts // J. Applied Toxicol. 1990. — V. 10. — P. 47−54.
  128. Evans, A.R., Limp-Foster, M., Kelley, M.R. Going APE over ref-1 // Mutat. Res. 2000. — V. 461.-P. 83−108.
  129. Wang, D., Kreutzer, D.A., Essigmann, J.M. Mutagenicity and repair of oxidative DNA damage: insights from studies using defined lesions // Mutat. Res. 1998. — V. 400. — P. 99 115.
  130. Kreutzer, D.A., Essigmann, J.M. Oxidized, deaminated cytosines are a source of C—>T transitions in vivo // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1998. — V. 95. — P. 3578−3582.
  131. Wagner, J.R., Hu, C.C., Ames, B.N. Endogenous oxidative damage of deoxycytidine in DNA // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1992. — V. 89. — P. 3380−3384.
  132. , D.M. 3rd, Barsky, D. The major human abasic endonuclease: formation, consequences and repair of abasic lesions in DNA // Mutat. Res. 2001. — V. 485. — P. 283−307.
  133. Guliaev, A.B., Hang, B., Singer, B. Structural insights by molecular dynamics simulations into specificity of the major human AP endonuclease toward the benzene-derived DNA adduct, p-BQ-C // Nucleic Acids Res. 2004. — V. 32. — P. 2844−2852.
  134. Fasman, G.D. Handbook of biochemistry and molecular biology / Ed. G.D. Fasman. -Cleveland: CRC Press, 1975. -V. 2. P.589.
  135. Bhagwat, M., Gerlt, J. A. 3 and 5-strand cleavage reactions catalyzed by the Fpg protein from Escherichia coli occur via successive p- and S-elimination mechanisms, respectively // Biochemistry. — 1996. — V. 35. — P. 659−665.
  136. Hoehn, S.T., Turner, C.J., Stubbe, J. Solution structure of an oligonucleotide containing an abasic site: evidence for an unusual deoxyribose conformation // Nucleic Acids Res. 2001. -V. 29.-P. 3413−3423.
  137. Molecular cloning: a laboratory manual: in 3 V. / Ed. J. Sambrook, D.W. Russell. Cold Spring Harbour, New York: Cold Spring Harbour Laboratory Press, 2001. — V. 1−3.
  138. Bradford, M.M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anal. Biochem. 1976. — V. 72. — P. 248−254.
  139. Kuzmic, P. Program DYNAFIT for the analysis of enzyme kinetic data: application to HIV proteinase // Anal. Biochem. 1996. — V. 237. — P. 260−273.
  140. Loeb, L.A., Preston, B.D. Mutagenesis by apurinic/apyrimidinic sites // Ann. Rev. Genet. -1986.-V. 20.-P. 201−230.
  141. Lindahl, T. Instability and decay of the primary structure of DNA //Nature. 1993. — V. 362. -P. 709−715.
  142. Boiteux, S., Laval, J. Coding properties of poly (deoxycytidylic acid) templates containing uracil or apyrimidinic sites: in vitro modulation of mutagenesis by deoxyribonucleic acid repair enzymes // Biochemistry. 1982. — V. 21. — P. 6746−6751.
  143. Furlong, E. A, Jorgensen, T.J., Henner, W.D. Production of dihydrothymidine stereoisomers in DNA by g-irradiation // Biochemistry. 1986. — V. 25. — P. 4344−4349.
  144. Rachofsky, E.L., Osman, R., Ross, J.B. Probing structure and dynamics of DNA with 2-aminopurine: effects of local environment on fluorescence // Biochemistry. 2001. — V. 40. -P. 946−956.
  145. Dunlap, C.A., Tsai, M.D. Use of 2-aminopurine and tryptophan fluorescence as probes in kinetic analyses of DNA polymerase beta // Biochemistry. 2002. — V. 41. — P. 11 226−11 235.
  146. Gonnelli, M., Strambini, G.B. Time-resolved protein phosphorescence in the stopped-flow: denaturation of horse liver alcohol dehydrogenase by urea and guanidine hydrochloride // Biochemistry. 1997. — V. 36. — P. 16 212−16 220.
  147. Fedorova, O. S, Nevinsky, G.A., Koval, V.V., Ishchenko, A.A., Vasilenko, N.L., Douglas, K.T. Stopped-flow kinetic studies of the interaction between Escherichia coli Fpg protein and DNA substrates // Biochemistry. -2002. V. 41. — P. 1520−1528.
  148. Bailly, V., Verly, W.G. The multiple activities of Escherichia coli endonuclease IV and the extreme lability of 5'-terminal base-free deoxyribose 5-phosphates // Biochem. J. 1989. — V. 259.-P. 761−768.
  149. Krokan, H.E., Standal, R., Slupphaug, G. DNA glycosylases in the base excision repair of DNA//Biochem. J. 1997. -V. 325.-P. 1−16.
  150. Ma, B., Shatsky, M., Wolfson, H.J., Nussinov, R. Multiple diverse ligands binding at a single protein site: a matter of pre-existing populations // Protein Sci. 2002. — V. 11. — P. 184−197.
  151. Ma, B., Nussinov, R. Enzyme dynamics point to stepwise conformational selection in catalysis // Curr. Opin. Chem. Bio. 2010. — V. 14. -P. 652−659.
  152. Koshland, D.E. Jr. The active site and enzyme action // Adv. Enzymol. Relat. Subj. Biochem. 1960. -V. 22.-P. 45−97.
  153. Hammes, G.G. Multiple conformational changes in enzyme catalysis // Biochemistry. 2002. -V.41.-P. 8221−8228.
  154. Wilson, S.H., Kunkel, T.A. Passing the baton in base excision repair // Nat. Struct. Biol. -2000.-V. 7.-P. 176−178.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!