Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Невирусные носители для доставки ДНК в клетки млекопитающих с целью генотерапии миодистрофии Дюшенна

Диссертация: Невирусные носители для доставки ДНК в клетки млекопитающих с целью генотерапии миодистрофии Дюшенна
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Генная терапия (ГТ) заключается во введении в клетку нуклеиновых кислот с целью исправления генных дефектов (коррекционная ГТ) или придания клеткам новых функций (комплементационная ГТ) (Mountain, 2000). Ориентированность на борьбу с причиной заболевания, а не с симптомами и последствиями отличает генную терапию от подходов традиционной медицины. Существенно, что при этом в роли фармацевтического… Читать ещё >

Невирусные носители для доставки ДНК в клетки млекопитающих с целью генотерапии миодистрофии Дюшенна (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • Список сокращений
  • X. Обзор литературы
    • 1. 1. Генетические и биохимические основы патологии мышечной дистрофии Дюшенна/Беккепа (МДД/Б)
      • 1. 1. 1. Локализация и клонирование гена диет рофина
      • 1. 1. 2. Молекулярная природа мутаций в гене МДД
      • 1. 1. 3. Белковый продукт гена дистрофина
      • 1. 1. 4. Модельные животные
    • 1. 2. Подходы к генной герапни мышечной дистрофии Дюшенна/Беккера
      • 1. 2. 1. Генотерапия наследственных болезней человека
      • 1. 2. 2. Способы доставки генов в клетки млекопитающих
      • 1. 2. 3. Использование вирусных векторов для доставки кДНК гена дистрофина в клетки млекопитающих in vivo
      • 1. 2. 4. Невирусные способы доставки кДНК гена дистрофина в клетки млекопитающих in vivo
      • 1. 2. 5. Коррекционная генная терапия МДД
      • 1. 2. 6. Активизация экспрессии гена утрофина — аутосомного гомолога гена дистрофина
      • 1. 2. 7. Клинические испытания по генотерапии МДД
  • 2. Материалы и методы
    • 2. 1. Материалы
    • 2. 2. Методы
  • 3. Результаты
    • 3. 1. Анализ межтканевого распределения и экспрессии гена дистрофина после введения генетической конструкции pHSADy в комплексе с лнпосомиым носителем LipofectAMINE
    • 3. 2. Анализ межткапевого распределения н экспрессии гена дистрофина после введения генетической конструкции pHSADy в составе олнгопептидпых комплексов IC8-JTS
    • 3. 3. Трансфекция мышечных волокон мышей тих конструкцией с геном суирессориой тРНК охр в комплексе с лактоферрииом
    • 3. 4. Пептидные носители, как векторы доставки генетических конструкции
  • Депдримеры Р1 и Р
  • Липопептиды ГРО, ГР1 и ГР
  • 4. Обсуждение
    • 4. 1. Ка I ионные липосомы
    • 4. 2. Синтетические олигопептидиые комплексы К8/.ГГ
    • 4. 3. Использование охр тРНК для супрессии нонсенс-мутации в гене дистрофина
    • 4. 4. Липопептиды и лшииосыс деидримеры как векторы доставки генетических конструкций
  • Выводы
  • Список сокращений

БСА — бычий сывороточный альбумин CMV — cytomegalovirus — цитомегаловирус ДЭПК — диэтилпирокарбонат DOGS — диоктадециламиноглицилспермин DOPE — диолеилфосфатидил-этаноламин

DOSPA — 2,3- диолеилокси-Ы-[2(сперминкарбоксамидо)этил]-К, Ы-диметил-1-пропанамин трифторацетат

DOTAP — 1,2-бис (олеоилокси)-3-(триметиламмоний пропан)

DOTMA — Ы-1(2,3-диолеилокси)пропил-Ы, Ы, М-триметиламмонийхлорид

ФИТЦ — флюоресцеинизотиоцианат

GRMD — golden retriever muscular dystrophy — золотистый Лабрадор с мышечной дистрофией kDa — kilodalthon -килодальтон

SCID — Syndrome of congenital immunodeficiency — синдром наследственного иммунодефицита

YAC — yeast artificial chromosome — искусственная хромосома дрожжей

AAB — аденоассоциированый вирус

БТ — баллистическая трансфекция

ДГК — Дистрофин-гликопротеиновый комплекс

ДНК — дезоксирибонуклеиновая кислота

ДПМВ — дистрофин-положительные мышечные волокна кДНК — комплементарная ДНК

МДБ — мышечная дистрофия Беккера

МДД — мышечная дистрофия Дюшенна млн. п.о. — миллион пар оснований мРНК — матричная РНК

ОТ-ПЦР — обратно-транскрипционная полимеразная цепная реакция п.о. — пар оснований

ПААГ — полиакриламидный гель

ПЦР — полимеразная цепная реакция

ПЭИ — полиэтиленимин

РНК — рибонуклеиновая кислота

СПИД — синдром приобретенного иммунодефицита

TBE — Tris-боратный буфер

ТЕМЕД — N, N'-тетраметилэтилендиамин тРНК — транспортная РНК тыс. п.о. — тысяча пар оснований

ЭДТА — этилендиаминтетраацетат натрия

Стремительный прогресс в расшифровке генома человека и идентификации генов, а также успехи биотехнологии делают актуальной разработку научных основ генной терапии тяжелых наследственных заболеваний.

Мышечная дистрофия Дюшенна/Беккера (МДД/Б) — является наиболее частым нервно-мышечным наследственным заболеванием человека. Частота встречаемости составляет 1 на 5000 новорожденных мальчиков для мышечной дистрофии Дюшенна (МДД) и 1 на 18 500 для мышечной дистрофии Беккера (МДБ) (Emery, 1991).

МДД характеризуется тяжёлым течением и ранним проявлением симптомов — до 5 лет. Прогрессирующая мышечная дегенерация приводит к потере подвижности в 13−16 лет. Летальный исход, как правило, наступает из-за сердечной недостаточности либо отказа дыхательной мускулатуры в возрасте около 20 лет. МДБ является менее тяжёлой аллельной формой заболевания, для которой характерно более позднее проявление первых симптомов, потеря подвижности после 16 лет и большая продолжительность жизни пациентов (Partridge, 1993).

Ген, мутации которого приводят к МДД/Б, был выделен с помощью методов позиционного клонирования в 1987 году (Koenig et al., 1987). Было показано, что он располагается на Х-хромосоме в локусе Хр21.1 и имеет размер более 2.4 млн. п.о., являясь самым большим из известных генов (Hoffman et al., 1987). Основным продуктом гена в мышечных тканях является присарколеммный белок дистрофии, выполняющий функцию связующего звена между внутренним цитоскелетом миофибриллы и внеклеточным матриксом. NH2-Koiieu дистрофина взаимодействует с эндоплазматическими нитями актинаС-конец связан с комплексом гликопротеидов сарколеммы (Koenig et al., 1988). Как полагают, данный комплекс белков защищает сарколемму от механического стресса в течение циклов сокращения-расслабления мышц, а также участвует в сигнальной трансдукции. Отсутствие дистрофина при МДД нарушает процесс сборки комплекса и приводит к повышенной проницаемости сарколеммы или образованию в ней физических разрывов (Brown et al., 1997).

Эффективная медикаментозная терапия МДЦ до настоящего времени отсутствует. Таким образом, актуальна разработка новых подходов к лечению этого смертельного заболевания, и в частности, методов генной терапии.

Генная терапия (ГТ) заключается во введении в клетку нуклеиновых кислот с целью исправления генных дефектов (коррекционная ГТ) или придания клеткам новых функций (комплементационная ГТ) (Mountain, 2000). Ориентированность на борьбу с причиной заболевания, а не с симптомами и последствиями отличает генную терапию от подходов традиционной медицины. Существенно, что при этом в роли фармацевтического препарата выступает клонированный ген или же специально подобранные синтетические молекулы ДНК или РНК.

Исправление генетического дефекта и восстановление нормального состояния мышечных волокон при МДЦ является одной из основных задач генной терапии данного заболевания. Показано, что введение в дистрофическую мышцу генетических конструкций, содержащих кДНК дистрофина, либо антисмысловых нуклеотидов, способствующих исключению экзона с мутацией из пре-мРНК, приводит к восстановлению синтеза белка и нормализации клеточного фенотипа (Сох et al., 1993; Wilton et al., 1999). Считается, что достижение терапевтического эффекта возможно при восстановлении синтеза дистрофина в не менее 20% всех мышечных волокон (Браун, 2003). Необходимый уровень трансфекции в экспериментах на мышах mdxбиологических моделях миодистрофии Дюшенна — пока был достигнут только в нескольких опытах, где кДНК гена дистрофина вводили с помощью вирусных векторов (Clemens et al., 1996; Wang et al., 2000). Однако, использование вирусных векторов наталкивается на существенные методические трудности (недостаточная пакующая способность, необходимость наличия клеток-хелперов), а также выраженный иммунный ответ организма на вирусные антигены. Пренебрежение к проблеме безопасности вирусных носителей привело к гибели пациента при проведении клинических испытаний генной терапии дефицита орнитинтранскарбамилазы, а также к появлению Т-клеточной лейкемии у двух пациентов после испытаний по лечению XI SCIDX сцепленной формой иммунодефицита (Smaglik, 1999; Cavazzana-Calvo et al., 2000). Этих недостатков в значительной мере лишены невирусные носители, при использовании которых, однако, эффективность трансфекции, как правило, невысока. В связи с этим, проводятся исследования по поиску природных или синтетических соединений, способных повысить эффективность доставки генетических конструкций в клетки млекопитающих. Функцией невирусного носителя является обеспечение компактизации ДНК, тканеспецифичного транспорта и эффективного проникновения в клетки, а также защита генетической конструкции от лизосомальной деградации (Pouton et al., 1998). Кроме того, носитель должен быть нетоксичным и биодеградируемым. Одним из направлений в области разработки синтетических средств доставки ДНК является создание носителей на базе пептидов (Wyman et al., 1997; Fominaya et al., 2000; Rittner et al., 2002). В данную группу входят линейные и разветвленные пептиды, а также липопептиды. К преимуществам данных носителей относятся биодеградируемость и легкость модификации структуры и аминокислотного состава. Однако, несмотря на масштабные исследования пептидных средств доставки, влияние разного рода модификаций на трансфекционную активность носителей данной группы изучено недостаточно.

Исходя из данных положений, поиск и изучение новых пептидных носителей для доставки ДНК в клетки млекопитающих является актуальной проблемой генной терапии МД Д, а также других заболеваний.

Целью данной работы являлся поиск пептидных носителей для доставки генных конструкций в клетки млекопитающих и разработка новых подходов к генотерапии мышечной дистрофии Дюшенна. Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Изучить особенности трансфекции мышечных волокон мышей mdx генетическими конструкциями с кДНК гена дистрофина с помощью аналогов вирусных олигопептидов и катионных липосом.

2. Оценить эффективность супрессии нонсенс-мутации в гене дистрофина у мышей mdx конструкциями с геном супрессорной тРНК.

3. Изучить условия образования и особенности структуры комплексов ДНК с пептидными носителями.

4. Проанализировать влияние состава и структуры исследуемых носителей на трансфекционную активность in vitro.

Новизна: впервые были изучены особенности трансфекции мышечных волокон мышей mdx генетическими конструкциями с кДНК гена дистрофина с помощью аналогов вирусных олигопептидов и катионных липосом. Впервые изучена эффективность супрессии нонсенс мутации в гене дистрофина у мышей mdx с помощью супрессорных тРНК. Разработан оптимальный алгоритм тестирования синтетических олигопептидов в качестве потенциальных векторов доставки экспрессирующих генных конструкций в клетки млекопитающих. Впервые изучены особенности трансфекции с использованием лизиновых дендримеров и альфа-спиральных липопептидов. Проанализировано влияние состава и структуры исследуемых носителей на их трансфекционную активность in vitro.

Положения, выносимые на защиту:

1. Использование нуклеопептидных комплексов pHSADy/K8-JTS-l позволяет добиться трансфекции мышечных волокон in vivo.

2. Наличие экспрессии гена дистрофина в скелетных мышцах, отдаленных от места введения, подтверждает гипотезу «дистантной трансфекции».

3.

Введение

супрессорных тРНК модельным мышам mdx приводит к частичному восстановлению синтеза дистрофина.

4. Пептиды D1 и D2, FP1 и FP4 способны компактизовать ДНК, доставлять ее в клетки млекопитающих in vitro и обеспечивать экспрессию маркерных генов, значительно превышающую таковую при введении чистой плазмиды.

5. Модификация лизиновых дендримеров остатками пальмитиновой кислоты приводит к изменению структуры комплексов ДНК-пептид и способствует их проникновению в клетку.

6. Присоединение к линейным альфа-спиральным пептидам остатков каприновой кислоты увеличивает их мембраноактивные свойства и повышает эффективность трансфекции.

1 Обзор литературы.

5Выводы.

1.

Введение

генетической конструкции, содержащей кДНК гена дистрофина, в составе катионных липосом LipofectAMINE мышам mdx не приводит к существенному повышению уровня экспрессии гена дистрофина.

2. Нейтральные нуклеопептидиые комплексы pHSADy/K8-JTS-l в опытах in vivo позволяют добиться трансфекции до 4% мышечных волокон.

3. Экспрессия гена дистрофина после инъекции нуклеопептидных комплексов pHSADy/K8-JTS-l в скелетных мышцах, отдаленных от места введения, подтверждает гипотезу «дистантной трансфекции».

4.

Введение

супрессорных тРНК мышам mdx приводит к увеличению до 2,5% числа дистрофин-положительных мышечных волокон.

5. Пептиды D1 и D2, FP1 и FP4 способны доставлять чужеродную ДНК в клетки млекопитающих in vitro и обеспечивать экспрессию маркерных генов, значительно превышающую таковую при введении чистой плазмиды.

6. Присоединение к лизиновым дендримерам остатков пальмитиновой кислоты приводит к изменению структуры комплексов ДНК-пептид и повышает эффективность их проникновения в клетку.

7. Добавление к линейным альфа-спиральным пептидам остатков каприновой кислоты увеличивает их мембраноактивные свойства и повышает эффективность трансфекции.

Показать весь текст

Список литературы

  1. B.C., Баранов А. Н., Зеленин A.B. Современное состояние и перспективы генной терапии миодистрофии Дюшенна в мире и в России // Генетика. 2001. том 37 (8). С. 1−9.
  2. B.C., Баранов А. Н. Генная терапия моногенных наследственных болезней. Миодистрофия Дюшенна. // Вопросы медицинской химии. 2000. Т. 46. С.279−292.
  3. В.Н., Савельева-Васильева Е.А., Красильников В. В. Молекулярная неврология. Часть 1 / С.-Петербург. Интермедика. 2000. С. 320
  4. В.Н., Говорун В. М., Александрова Н. М., Лопухин Ю. М. Генная терапия хронических инфекционных заболеваний урогенитального тракта с использованием цитотоксических пептидов // Вопросы медицинской химии, 2000. Т. 46(3):324−31.
  5. В.М., Зеленин А. В., Штейн Г. И. и др. Диффернцировка мышечных волокон мышей mdx после баллистической трансфекции кДНК гена дистрофина человека // Цитология. 1998. Т. 40. С. 394−400
  6. Н.И., Богданова М. А., Алейникова Т. Д. и др. Экспрессия маркерных генов в мышечных волокнах после трансфекции in vivo опосредованной лактоферрином. // Генетика. 2001. Т. 36. С. 749−757.
  7. Abbs S, Yau SC, Clark S, Mathew CG, Bobrow M. A convenient multiplex PCR system for the detection of dystrophin gene deletions: a comparative analysis with cDNA hybridisation shows mistypings by both methods // J. Med. Genet .1991. V. 28(5). P. 304−11.
  8. Acsadi G, Dickson G, Love DR, Jani A, Walsh FS, Gurusinghe A, Wolff JA, Davies KE. Human dystrophin expression in mdx mice after intramuscular injection of DNA constructs // Nature. 1991. V. 352. P. 815−8.
  9. Acsadi G, Massie B, Jani A. Adenovirus-mediated gene transfer into striated muscles //J. Mol. Med. 1995. V. 73(4). P. 165−80.
  10. Ahn AH, Kunkel LM. Syntrophin binds to an alternatively spliced exon of dystrophin // J. Cell. Biol. 1995. V. 128(3). P. 363−71.
  11. Andre B, Springael JY. WWP, a new amino acid motif present in single or multiple copies in various proteins including dystrophin and the SH3-binding Yes-associated protein YAP65 // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 205(2). P. 1201−5.
  12. Anwer K, Earle KA, Shi M et al. Synergistic effect of formulated plasmid and needle-free injection for genetic vaccines // Pharm Res. 1999. V. 16(6). P.889−95.
  13. Armeanu S, Pelisek J, Krausz E et al. Optimization of nonviral gene transfer of vascular smooth muscle cells in vitro and in vivo // Mol Ther. 2000 V. l (4). P.366−75.
  14. Atkinson J., Martin R. Mutations to nonsense codons in human genetic disease: implications for gene therapy by nonsense suppressor tRNAs. // Nucleic Acids Res. 1994. V. 25. P. 1327−34
  15. Azzam T, Eliyahu H, Shapira L, Linial M, Barenholz Y, Domb AJ. Polysaccharide-oligoamine based conjugates for gene delivery // J Med Chem. 2002. V.45(9). P. 1817−24
  16. Baehner RL, Kunkel LM, Monaco AP, Haines JL, Conneally PM, Palmer C, Heerema N, Orkin SH. DNA linkage analysis of X chromosome-linked chronic granulomatous disease// Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1986. V. 83(10). P. 3 398 401.
  17. Bartlett RJ, Stockinger S, Denis MM et al. In vivo targeted repair of a point mutation in the canine dystrophin gene by a chimeric RNA/DNA oligonucleotide // Nat Biotechnol. 2000.V. 18(6). P.615−22
  18. Bartley JA, Patil S, Davenport S, Goldstein D, Pickens J. Duchenne muscular dystrophy, glycerol kinase deficiency, and adrenal insufficiency associated with Xp21 interstitial deletion // J. Pediatr. 1986. V. 108(2). P. 189−92.
  19. Barton-Davis ER, Cordier L, Shoturma DI, Leland SE, Sweeney HL. Aminoglycoside antibiotics restore dystrophin function to skeletal muscles of mdx mice // J Clin Invest. 1999. V. 104(4). P.375−81.
  20. Behr JP, Demeneix B, Loeffler JP, Perez-Mutul J. Efficient gene transfer into mammalian primary endocrine cells with lipopolyamine-coated DNA // Proc Natl Acad Sci USA. 1989. V.86(18). P.6982−6.
  21. Bies RD, Caskey CT, Fenwick R. An intact cysteine-rich domain is required for dystrophin function //J. Clin. Invest. 1992. V. 90(2). P. 666−72.
  22. Blaese RM Optimism regarding the use of RNA/DNA hybrids to repair genes at high efficiency // J Gene Med. 1999. V. l (2). P. 144−7.
  23. Blake et al. Function and genetics of dystrophin and dystrophin-related proteins in muscle // Physiol Rev. 2002. V. 82. P. 291−329
  24. Bloomfield VA. DNA condensation by multivalent cations // Biopolymers. 1997. V.44(3). P. 269−82.
  25. Brown SC, Lucy JA. Functions of dystrophin. / In «Dystrophin. Gene, protein and cell biology». Edited by Brown S.& Lucy J. Cambrige Univ. Press. 1997. P.162 -200.
  26. Bulfield G, Siller WG, Wight PA, Moore KJ. X chromosome-linked muscular dystrophy (mdx) in the mouse // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1984. V. 81(4). P. 1189−92.
  27. Burmeister M, Monaco AP, Gillard EF, van Ommen GJ, AffaraNA, FergusonSmith MA, Kunkel LM, Lehrach H. A 10-megabase physical map of human Xp21, including the Duchenne muscular dystrophy gene // Genomics. 1988. V. 2(3). P. 189−202.
  28. Buvoli M., Buvoli A., Leinwand L.A. Suppression of nonsense mutations in cell culture and mice by multimerized suppressor tRNA genes. // Mol. Cell Biol. 2000. V. 20. P. 3116−3124.
  29. Byers TJ, Lidov HG, Kunkel LM An alternative dystrophin transcript specific to peripheral nerve // Nat Genet. 1993. V.4(l). P.77−81
  30. Campbell KP. Three muscular dystrophies: loss of cytoskeleton-extracellular matrix linkage // Cell. 1995. V. 80(5). P. 675−9.
  31. Campeau P, Chapdelaine P, Seigneurin-Venin S, Massie B, Tremblay JP. Transfection of large plasmids in primary human myoblasts // Gene Ther. 2001 V.8(18). P.1387−94
  32. Canki N, Dutrillaux B. Two cases of familial paracentric inversion in man associated with sex chromosome anomaly. 47, XXY, inv (5)(q21q32) and 45, X, inv (7)(ql 1.3q22.3) // Hum. Genet. 1979. V. 47(3). P. 261−8.
  33. Carpenter S, Karpati G, Robitaille Y, Melmed C. Cylindrical spirals in human skeletal muscle // Muscle Nerve. 1979. V. 2(4). P. 282−7.
  34. Carpenter JL, Hoffman EP, Romanul FC, Kunkel LM, Rosales RK, Ma NS, Dasbach JJ, Rae JF, Moore FM, McAfee MB, et al. Feline muscular dystrophy with dystrophin deficiency // Am. J. Pathol. 1989. V. 135(5). P. 909−19.
  35. Cavazzana-Calvo M, Hacein-Bey S, de Saint Basile G et al. Gene therapy of human severe combined immunodeficiency (SCID)-Xl disease // Science. 2000 V.288. P. 669−72.
  36. Chamberlain JS, Gibbs RA, Ranier JE, Nguyen PN, Caskey CT. Deletion screening of the Duchenne muscular dystrophy locus via multiplex DNA amplification //Nucleic Acids Res. 1988. V. 16(23). P. 11 141−56.
  37. Ciftci K, Levy RJ. Enhanced plasmid DNA transfection with lysosomotropic agents in cultured fibroblasts // Int J Pharm. 2001. V.218(l-2). P.81−92
  38. Clemens PR, Kochanek S, Sunada Y, Chan S, Chen HH, Campbell KP, Caskey CT. In vivo muscle gene transfer of full-length dystrophin with an adenoviral vector that lacks all viral genes // Gene Ther. 1996. V. 3(11). P. 965−72.
  39. Clerk A, Morris GE, Dubowitz V, Davies KE, Sewry CA. Dystrophin-related protein, utrophin, in normal and dystrophic human fetal skeletal muscle // Histochem. J. 1993. V. 25(8). P. 554−61.
  40. Chomczynsci P, Sacchi N. Single-Step method of RNA isolation by acid guanidinum thiocyanate-phenol-chlorophorm extraction. //Anal. Biochem. 1987. V. 162. P.156−159.
  41. Cooper BJ, Winand NJ, Stedman H, Valentine BA, Hoffman EP, Kunkel LM, Scott MO, Fischbeck KH, Kornegay JN, Avery RJ, et al. The homologue of the Duchenne locus is defective in X-linked muscular dystrophy of dogs // Nature. 1988. V. 334. P. 154−6.
  42. Corbi N, Libri V, Fanciulli M, Tinsley JM, Davies KE, Passananti C The artificial zinc finger coding gene 'Jazz' binds the utrophin promoter and activates transcription // Gene Ther. 2000. V.7(12). P. 1076−83
  43. Cox GA, Cole NM, Matsumura K, Phelps SF, Hauschka SD, Campbell KP, Faulkner JA, Chamberlain JS. Overexpression of dystrophin in transgenic mdx mice eliminates dystrophic symptoms without toxicity // Nature. 1993. V. 364. P. 725−9.
  44. Cullen MJ, Fulthorpe JJ. Stages in fibre breakdown in Duchenne muscular dystrophy. An electron-microscopic study // J. Neurol. Sei. 1975. V. 24(2). P. 179 200.
  45. Czaplinski K., Ruiz-Echevarria M.J., Gonzalez C.I., Peltz S.W. Should we kill the messenger? The role of the surveillance complex in translation termination and mRNA turnover. //Bioessays. 1999. V. 21. P. 685−696.
  46. Dai YF, Qiu XF, Xue JL, Liu ZD. High efficient transfer and expression of human clotting factor IX cDNA in cultured human primary skin fibroblasts from hemophilia B patient by retroviral vectors // SCI CHINA B. 1992. V. 35(2). P. 183−93.
  47. Davison MD, Critchley DR. alpha-Actinins and the DMD protein contain spectrin-like repeats // Cell. 1988. V. 52(2). P. 159−60.
  48. Deconinck N, Tinsley J, De Backer F, Fisher R, Kahn D, Phelps S, Davies K, Gillis JM. Expression of truncated utrophin leads to major functional improvements in dystrophin-deficient muscles of mice // Nat. Med. 1997. V. 3(11). P. 1216−21.
  49. Decrouy A, Renaud JM, Lunde JA, Dickson G, Jasmin BJ. Mini- and full-length dystrophin gene transfer induces the recovery of nitric oxide synthase at the sarcolemma of mdx4cv skeletal muscle fibers // Gene Ther. 1998. V. 5(1). P. 5964.
  50. Den Dunnen JT, Bakker E, Breteler EG, Pearson PL, van Ommen GJ. Direct detection of more than 50% of the Duchenne muscular dystrophy mutations by field inversion gels//Nature. 1987. V. 329. P. 640−2.
  51. Dickson G, Azad A, Morris GE, Simon H, Noursadeghi M, Walsh FS. Co-localization and molecular association of dystrophin with laminin at the surface of mouse and human myotubes // J. Cell Sei. 1992. V. 103(4). P. 1223−33.
  52. Dickson G, Roberts ML, Wells DJ, Fabb SA. Recombinant micro-genes and dystrophin viral vectors//Neuromuscul Disord. 2002 V.12 Suppl 1. P. S40−4.
  53. Discher BM, Won YY, Ege DS, Lee JC, Bates FS, Discher DE, Hammer DA. Polymersomes: tough vesicles made from diblock copolymers // Science. 1999. V. 284. P. 1143−6.
  54. Dunckley MG, Wells DJ, Walsh FS, Dickson G. Direct retroviral-mediated transfer of a dystrophin minigene into mdx mouse muscle in vivo // Hum. Mol. Genet. 1993. V. 2(6). P. 717−23.
  55. Edwards JH. The population genetics of Dushenne: natural and artificial selection //J. Med. Genet. 1986. V. 23. P. 521−530.
  56. Emery AEH. Population frequency of inherited nueromuscular diseases a world survey//Neuromuscular Disorders. 1991.V. 21. P. 19−29.
  57. England SB, Nicholson LV, Johnson MA, Forrest SM, Love DR, Zubrzycka-Gaarn EE, Bulman DE, Harris JB, Davies KE. Very mild muscular dystrophyassociated with the deletion of 46% of dystrophin //Nature. 1990. V. 343. P. 1802.
  58. Ervasti JM, Campbell KP. Membrane organization of the dystrophin-glycoprotein complex // Cell. 1991. V. 66(6). P. 1121−31.
  59. Fassati A, Wells DJ, Walsh FS, Dickson G Transplantation of retroviral producer cells for in vivo gene transfer into mouse skeletal muscle // Hum Gene Ther. 1996 V.7(5). P.595−602
  60. Fassati A, Murphy S, Dickson G. Gene therapy of Duchenne muscular dystrophy //Adv. Genet. 1997. V. 35. P. 117−53.
  61. Feero WG, Li S, Rosenblatt JD, Sirianni N, Morgan JE, Partridge TA, Huang L, Hoffman EP. Selection and use of ligands for receptor-mediated gene delivery to myogenic cells // Gene Ther. 1997. V. 4(7). P. 664−74.
  62. Felgner PL, Gadek TR, Holm M et al. Lipofection: a highly efficient, lipid-mediated DNA-transfection procedure // Proc Natl Acad Sei USA. 1987. V. 84(21). P. 7413−7
  63. Ferrier P, Bamatter F, Klein D. Muscular Dystrophy (Duchenne) in a girl with Turner syndrome // J. Med. Genet. 1965. V. 2. P. 38−46.
  64. Fominaya J, Gasset M, Garcia R, Roncal F, Albar JP, Bernad A. An optimized amphiphilic cationic peptide as an efficient non-viral gene delivery vector. // J Gene Med. 2000. V.2(6). P.455−64
  65. Gollins H, McMahon J, Wells KE, Wells DJ. High-efficiency plasmid gene transfer into dystrophic muscle // Gene Ther. 2003. V.10(6). P.504−12
  66. Gorecki DC, Monaco AP, Derry JM, Walker AP, Barnard EA, Barnard PJ. Expression of four alternative dystrophin transcripts in brain regions regulated by different promoters // Hum. Mol. Genet. 1992. V. 1(7). P. 505−10.
  67. Gorospe RJ, Bronwen KN, Hoffman EP. Pathophysiology of dystrophin deficiency: a clinical and biological enigma. / In «Dystrophin. Gene, protein and cell biology». Edited by Brown S.& Lucy J. Cambrige Univ. Press. 1997. P. 200 230.
  68. Gottschalk S, Sparrow JT, Hauer J, Mims MP, Leland FE, Woo SL, Smith LC. A novel DNA-peptide complex for efficient gene transfer and expression in mammalian cells // Gene Ther. 1996. V. 3(5). P. 48−57.
  69. Grady RM, Teng H, Nichol MC, Cunningham JC, Wilkinson RS, Sanes JR Skeletal and cardiac myopathies in mice lacking utrophin and dystrophin: a model for Duchenne muscular dystrophy // Cell. 1997. V. 90(4). P.729−38
  70. Gussoni E, Blau HM, Kunkel LM. The fate of individual myoblasts after transplantation into muscles of DMD patients // Nat Med. 1997. V. 3(9). P. 970−7.
  71. Harper SQ, Hauser MA, DelloRusso C et al. Modular flexibility of dystrophin: implications for gene therapy of Duchenne muscular dystrophy // Nat Med. 2002 V.8(3). P.253−61
  72. Hilleren P., Parker R. mRNA surveillance in eukaryotes: kinetic proofreading of proper translation termination as assessed by mRNP domain organization? // RNA. 1999. V. 5. P. 711−719.
  73. Hoffman EP, Brown RH Jr, Kunkel LM. Dystrophin: the protein product of the Duchenne muscular dystrophy locus // Cell. 1987. V. 51(6). P. 919−28.
  74. Hofmann K, Bucher P. The rsp5-domain is shared by proteins of diverse functions // FEBS Lett. 1995. V. 358(2). P. 153−7.
  75. Howell JM, Fletcher S, Kakulas BA, O’Hara M, Lochmuller H, Karpati G. Use of the dog model for Duchenne muscular dystrophy in gene therapy trials // Neuromuscul. Disord. 1997. V. 7(5). P. 325−8.
  76. Hudgins WR, Fibach E, Safaya S, Rieder RF, Miller AC, Samid D Transcriptional upregulation of gamma-globin by phenylbutyrate and analogous aromatic fatty acids // Biochem Pharmacol. 1996 Oct 25−52(8):1227−33
  77. Kam Z, Josephs R, Eisenberg H, Gratzer WB. Structural study of spectrin from human erythrocyte membranes // Biochemistry. 1977. V. 16(25). P. 5568−72.
  78. Kaufman R.J. Correction of genetic disease by making sense from nonsense. // J. Clin. Invest. 1999. V. 104. P. 367−368.
  79. Kay MA, Liu D, Hoogerbrugge PM. Gene therapy // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1997. V. 94(24). P. 12 744−6.
  80. Kenwrick S, Patterson M, Speer A, Fischbeck K, Davies K. Molecular analysis of the Duchenne muscular dystrophy region using pulsed field gel electrophoresis // Cell. 1987. V. 48(2). P. 351−7.
  81. Khurana TS, Rosmarin AG, Shang J, Krag TO, Das S, Gammeltoft S. Activation of utrophin promoter by heregulin via the ets-related transcription factor complex GA-binding protein alpha/beta// Mol. Biol. Cell. 1999. V. 10(6). P. 2075−86.
  82. Kisselev L.L., Buckingham R.H. Translational termination comes of age. // Trends in Biochem. Sci. 2000. V. 25. P. 561−566.
  83. Kling J. Making gene therapy deliver // Molecular Genetics. 1996. V. 80. P.35−45
  84. Koenig M, Kunkel LM. Detailed analysis of the repeat domain of dystrophin reveals four potential hinge segments that may confer flexibility // J. Biol. Chem. 1990. V. 265(8). P. 4560−6.
  85. Koenig M, Monaco AP, Kunkel LM. The complete sequence of dystrophin predicts a rod-shaped cytoskeletal protein // Cell. 1988. V. 53(2). P. 219−26.
  86. Kren BT, Bandyopadhyay P, Steer CJ. In vivo site-directed mutagenesis of the factor IX gene by chimeric RNA/DNA oligonucleotides // Nat Med. 1998. V.4(3). P.285−90
  87. Law PK, Goodwin TG, Fang Q et al. Cell transplantation as an experimental treatment for Duchenne muscular dystrophy // Cell Transplant. 1993. V.2(6). P.485−505
  88. Lee JT, Jaenisch R. A method for high efficiency YAC lipofection into murine embryonic stem cells //Nucleic Acids Res. 1996. V. 24(24). P. 5054−5.
  89. Lemieux P, Guerin N, Paradis G et al. A combination of poloxamers increases gene expression of plasmid DNA in skeletal muscle // Gene Ther. 2000 V. 7(11). P.986−91.
  90. Lindenbaum RH, Clarke G, Patel C, Moncrieff M, Hughes JT. Muscular dystrophy in an X- 1 translocation female suggests that Duchenne locus is on X chromosome short arm // J. Med. Genet. 1979. V. 16(5). P. 389−92.
  91. Love, DR, Hill DF, Dickson G, Spurr NK, Byth BC, Marsden RF, Walsh FS, Edwards YH, and Davies KE An autosomal high molecular weght transcript in sceletal muscle with homology to dystrophin // Nature. 1989. V. 339. P. 55−58
  92. Lu QL, Mann CJ, Lou F, Bou-Gharios G, Morris GE, Xue SA, Fletcher S, Partridge TA, Wilton SD Functional amounts of dystrophin produced by skipping the mutated exon in the mdx dystrophic mouse // Nat Med. 2003. V. 9(8). P. 100 914.
  93. Mann CJ, Honeyman K, Cheng AJ, Ly T, Lloyd F, Fletcher S, Morgan JE, Partridge TA, Wilton SD. Antisense-induced exon skipping and synthesis of dystrophin in the mdx mouse. // Proc Natl Acad Sci USA. 2001. V.98(l) P. 42−7
  94. Matsumura K, Tome FM, Collin H, Azibi K, Chaouch M, Kaplan JC, Fardeau M, Campbell KP. Deficiency of the 50K dystrophin-associated glycoprotein in severe childhood autosomal recessive muscular dystrophy // Nature. 1992. V. 359. P. 320−2.
  95. Matsuo M, Masumura T, Nakajima T, Kitoh Y, Takumi T, Nishio H, Koga J, Nakamura H. A very small frame-shifting deletion within exon 19 of the Duchenne muscular dystrophy gene // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1990. V. 170(2). P. 963−7.
  96. Mendell JR, Kissel JT, Amato AA et al. Myoblast transfer in the treatment of Duchenne’s muscular dystrophy // N Engl J Med. 1995. V. 333(13). P.832−8
  97. Mokri B, Engel AG. Duchenne dystrophy: electron microscopic findings pointing to a basic or early abnormality in the plasma membrane of the muscle fiber. // Neurology. 1975. V. 25(12). P. 1111−20.
  98. Monaco AP, Bertelson CJ, Colletti-Feener C, Kunkel LM. Localization and cloning of Xp21 deletion breakpoints involved in muscular dystrophy // Hum. Genet. 1987. V. 75(3). P. 221−7.
  99. Morris GE, Simmons C, Nguyen TM. Apo-dystrophins (Dp 140 and Dp71) and dystrophin splicing isoforms in developing brain // Biochem Biophys Res Commun. 1995. V. 215(1). P.361−7
  100. Morris MC, Vidal P, Chaloin L, Heitz F, Divita G A new peptide vector for efficient delivery of oligonucleotides into mammalian cells // Nucleic Acids Res. 1997. V.25(14). P.2730−6
  101. Morris MC, Chaloin L, Heitz F, Divita G. Translocating peptides and proteins and their use for gene delivery. // Curr Opin Biotechnol. 2000 Oct-l l (5):461−6.
  102. Mountain A. Gene therapy: the first decade. // Trends Biotechnol. 2000. V. 18(3). P. 119−28
  103. Murakami T, Nishi T, Kimura E et al. Full-length dystrophin cDNA transfer into skeletal muscle of adult mdx mice by electroporation // Muscle Nerve. 2003. V.27(2). P.237−41
  104. Naffakh N, Bohl D, Salvetti A, Moullier P, Danos O, Heard JM. Gene therapy for lysosomal disorders //Nouv Rev Fr Hematol. 1994. V. 36. Suppl. 1. P. SI 1−6.
  105. Ohmori N, Niidome T, Tomomitsu Hatakeyama, Hisakazu Mihara, and Haruhiko Aoyagi, Interaction of alpha-Helical Peptides with Phospholipid Membrane: Effects of Chain Length and Hydrophobicity of Peptides // J. Peptide Res. 1998. V.5l.P. 103−109
  106. Ohsaki M, Okuda T, Wada A, Hirayama T, Niidome T, Aoyagi H. In Vitro Gene Transfection Using Dendritic Poly (L-lysine). // Bioconjug Chem. 2002. V. 13(3). P.510−7
  107. Partridge T. Pathophysiology of muscular dystrophy // Br. J. Hosp. Med. 1993. V. 49(1). P. 26−36.
  108. Perkins KJ, Davies KE The role of utrophin in the potential therapy of Duchenne muscular dystrophy//Neuromuscul Disord. 2002. V.12 Suppl l.P. S78−89
  109. Phillips WD, Noakes PG, Roberds SL, Campbell KP, Merlie JP. Clustering and immobilization of acetylcholine receptors by the 43-kD protein: a possible role for dystrophin-related protein // J. Cell Biol. 1993. V. 123(3). P. 729−40.
  110. Pillers DM, Weleber RG, Woodward WR, Green DG, Chapman VM, Ray PN. mdxCv3 mouse is a model for electroretinography of Duchenne/Becker muscular dystrophy // Invest. Ophthalmol. Vis. Sei. 1995. V. 36(2). P. 462−6.
  111. Pitard B, Pollard H, Agbulut O et al. A nonionic amphiphile agent promotes gene delivery in vivo to skeletal and cardiac muscles // Hum Gene Ther. 2002 V.13(14). P. 1767−75
  112. Pollard H, Remy JS, Loussouarn G, Demolombe S, Behr JP, Escande D. Polyethylenimine but not cationic lipids promotes transgene delivery to the nucleus in mammalian cells // J. Biol. Chem. 1998. V. 273(13). P. 7507−11
  113. Ponting CP, Blake DJ, Davies KE, Kendrick-Jones J, Winder SJ. ZZ and TAZ: new putative zinc fingers in dystrophin and other proteins // Trends Biochem. Sci. 1996. V. 21(1). P. 11−13.
  114. Prior TW, Papp AC, Snyder PJ, Burghes AH, Bartolo C, Sedra MS, Western LM, Mendell JR. A missense mutation in the dystrophin gene in a Duchenne muscular dystrophy patient // Nat. Genet. 1993. V. 4(4). P. 357−60.
  115. Pouton CW, Seymour LW. Key issues in non-viral gene delivery. // Adv Drug Deliv Rev. 1998. V. 34(1). P.3−19
  116. Roberts RG, Coffey AJ, Bobrow M, Bentley DR. Determination of the exon structure of the distal portion of the dystrophin gene by vectorette PCR // DMD Genomics. 1992. V. 13(4). P. 942−50.
  117. Rando TA, Disatnik MH, Zhou LZ Rescue of dystrophin expression in mdx mouse muscle by RNA/DNA oligonucleotides // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. V.97(10). P.5363−8.
  118. Rando TA. Oligonucleotide-mediated gene therapy for muscular dystrophies // Neuromuscul Disord. 2002. V.12. Suppl 1. P. S55−60
  119. Reynolds PN, Feng M, Curiel DT Chimeric viral vectors—the best of both worlds? // Mol Med Today. 1999. V.5(l). P.25−31
  120. Rittner K, Benavente A, Bompard-Sorlet A, Heitz F, Divita G, Brasseur R, Jacobs E. New basic membrane-destabilizing peptides for plasmid-based gene delivery in vitro and in vivo. // Mol Ther 2002. V. 5(2). P.104−14
  121. Roberts ML, Wells DJ, Graham IR et al. Stable micro-dystrophin gene transfer using an integrating adeno-retroviral hybrid vector ameliorates the dystrophic pathology in mdx mouse muscle // Hum Mol Genet. 2002. V. l 1(15). P.1719−30
  122. Rowland LP. Biochemistry of muscle membranes in Duchenne muscular dystrophy // Muscle Nerve. 1980. V. 3(1). P. 3−20.
  123. Ruponen M, Ronkko S, Honkakoski P et al. Extracellular glycosaminoglycans modify cellular trafficking of lipoplexes and polyplexes // J Biol Chem. 2001. V. 276(36). P.33 875−80.
  124. Salvatori S, Biral D, Furlan S, Marin O. Identification and localization of the myotonic dystrophy gene product in skeletal and cardiac muscles // Biochem. Biophys. Res. Commun. 1994. V. 203(3). P. 1365−70.
  125. Sambrook J, Fritch EF, Maniatis T. Molecular cloning. / Cold Spring Harbor Laboratory Press. 1989.
  126. Samoylova TI, Smith BF. Elucidation of muscle-binding peptides by phage display screening // Muscle Nerve. 1999. V. 22(4). P.460−6.
  127. Shah DS, Sakthivel T, Toth I, Florence AT, Wilderspin AF. DNA transfection and transfected cell viability using amphipathic asymmetric dendrimers // Int J Pharm. 2000. V.208(l-2). P.41−8
  128. Sheldon K, Liu D, Ferguson J, Gariepy J. Loligomers: design of de novo peptide-based intracellular vehicles. // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. V. 92(6). P.2056−60
  129. Sicinski P, Geng Y, Ryder-Cook AS, Barnard EA, Darlison MG, Barnard PJ. The molecular basis of muscular dystrophy in the mdx mouse: a point mutation // Science. 1989. V. 244. P. 1578−80
  130. Simeoni F, Morris MC, Heitz F, Divita G Insight into the mechanism of the peptide-based gene delivery system MPG: implications for delivery of siRNA into mammalian cells //Nucleic Acids Res. 2003 V. 31(11). P.2717−24
  131. Smaglik P. Tighter watch urged on adenoviral vectors. with proposal to report all 'adverse events' //Nature. 1999. V.402. P.763−767
  132. Sparrow JT, Edwards V V, Tung C, Logan MJ, Wadhwa MS, Duguid J, Smith LC Synthetic peptide-based DNA complexes for nonviral gene delivery // Adv Drug Deliv Rev. 1998. V.30 (1−3). P. 115−131
  133. Stratford-Perricaudet LD, Makeh I, Perricaudet M, Briand P. Widespread long-term gene transfer to mouse skeletal muscles and heart // J. Clin. Invest. 1992. V. 90(2). P. 626−30.
  134. Subramanian A, Ranganathan P, Diamond SL. Nuclear targeting peptide scaffolds for lipofection of nondividing mammalian cells //Nat Biotechnol. 1999. V.17(9). P.873−7.
  135. Temple G.F., Dozy A.M., Roy K.L., Kan Y.W. Construction of a functional human suppressor tRNA gene: an approach to gene therapy for beta-thalassaemia. //Nature. 1982. V. 308. P. 537−540.
  136. Tinsley JM, Blake DJ, Roche A, Fairbrother U, Riss J, Byth BC, Knight AE, Kendrick-Jones J, Suthers GK, Love DR, et al. Primary structure of dystrophin-related protein //Nature. 1992. V. 360. P. 591−3.
  137. Tinsley JM, Potter AC, Phelps SR, Fisher R, Trickett JI, Davies KE. Amelioration of the dystrophic phenotype of mdx mice using a truncated utrophin transgene //Nature. 1996. Vol. 384. P. 349−53.
  138. Trivedi RA, Dickson G. Liposome-mediated gene transfer into normal and dystrophin-deficient mouse myoblasts // J. Neurochem. 1995. V. 64(5). P. 2230−8.
  139. Turner G, Dunckley M, Dicson G. Gene therapy of Duchenne muscular dystrophy. / In «Dystrophin. Gene, protein and cell biology». Edited by Brown S.& Lucy J. Cambrige Univ. Press. 1997. P. 275−309.
  140. Wagner E, Cotten M, Foisner R, Birnstiel ML Transferrin-polycation-DNA complexes: the effect of polycations on the structure of the complex and DNA delivery to cells // Proc Natl Acad Sci U S A. 1991 V. 88(10). P.4255−9
  141. Wagner KR, Hamed S, Hadley DW et al. Gentamicin treatment of Duchenne and Becker muscular dystrophy due to nonsense mutations // Ann Neurol. 2001. V. 49(6). P.706−11
  142. Wakefield PM, Tinsley JM, Wood MJ et al. Prevention of the dystrophic phenotype in dystrophin/utrophin-deficient muscle following adenovirus-mediated transfer of a utrophin minigene // Gene Ther. 2000. V. 7(3). P. 201−4
  143. Walton JN Carrier detection in X-linked muscular dystrophy // J Genet Hum. 1969. V.17(3). P.497−510
  144. Wang B, Li J, Xiao X. Adeno-associated virus vector carrying human minidystrophin genes effectively ameliorates muscular dystrophy in mdx mouse model // Proc Natl Acad Sci USA. 2000 V. 97(25). P. 13 714−9
  145. Watkins SC, Cullen MJ. A quantitative study of myonuclear and satellite cell nuclear size in Duchenne’s muscular dystrophy, polymyositis and normal human skeletal muscle //Anat. Rec. 1988. V. 222(1). P. 6−11.
  146. Wells DJ, Wells KE Gene transfer studies in animals: what do they really tell us about the prospects for gene therapy in DMD? // Neuromuscul Disord. 2002 V.12. Suppl 1 .P. SI 1−22
  147. Wells DJ, Wells KE, Walsh FS, Davies KE, Goldspink G, Love DR, ChanThomas P, Dunckley MG, Piper T, Dickson G. Human dystrophin expression corrects the myopathic phenotype in transgenic mdx mice // Hum. Mol. Genet. 1992. V. 1(1). P. 35−40.
  148. Wells DJ, Ferrer A, Wells KE Immunological hurdles in the path to gene therapy for Duchenne muscular dystrophy // Expert Rev Mol Med. 2002. V. 4. P. 1−23.
  149. Wilton SD, Lloyd F, Carville K, Fletcher S, Honeyman K, Agrawal S, Kole R. Specific removal of the nonsense mutation from the mdx dystrophin mRNA using antisense oligonucleotides //Neuromuscul. Disord. 1999. Vol. 9(5). P. 330−8.
  150. Winand NJ, Edwards M, Pradhan D, Berian CA, Cooper BJ. Deletion of the dystrophin muscle promoter in feline muscular dystrophy // Neuromuscul. Disord. 1994. V. 4(5−6). P. 433−45.
  151. Winder SJ, Knight AE, Kendrick-Jones J. Protein structure / In «Dystrophin. Gene, protein and cell biology». Edited by Brown S.& Lucy J. Cambrige Univ. Press. 1997. P. 26−52.
  152. Wolfert MA, Seymour LW. Chloroquine and amphipathie peptide helices show synergistic transfection in vitro.//Gene Ther. 1998. V. 5(3). P.409−14.
  153. Wolff JA, Dowty ME, Jiao S et al. Expression of naked plasmids by cultured myotubes and entry of plasmids into T tubules and caveolae of mammalian skeletal muscle // J Cell Sci. 1992. V. 103. P. 1249−59
  154. Wu CH, Sapozhnikov E, Wu GY Evaluation of multicomponent non-viral vectors for liver directed gene delivery // J Drug Target. 2002. V.10(2). P. 105−11
  155. Wyman TB, Nicol F, Zelphati O, Scaria PV, Plank C, Szoka FC Jr. Design, synthesis, and characterization of a cationic peptide that binds to nucleic acids and permeabilizes bilayers. // Biochemistry 1997. V.36(10). P.3008−17
  156. Yanagihara I, Inui K, Dickson G, Turner G, Piper T, Kaneda Y, Okada S. Expression of full-length human dystrophin cDNA in mdx mouse muscle by HVJ-liposome injection // Gene. Ther. 1996. Vol. 3, N6. P. 549−53.
  157. Yang L, Lochmuller H, Luo J, Massie B, Nalbantoglu J, Karpati G, Petrof BJ. Adenovirus-mediated dystrophin minigene transfer improves muscle strength in adult dystrophic (MDX) mice // Gene Ther. 1998. V. 5(3). P. 369−79.
  158. Zatz M, Vianna-Morgante AM, Campos P, Diament AJ. Translocation (X-6) in a female with Duchenne muscular dystrophy: implications for the localisation of the DMD locus // J. Med. Genet. 1981. V. 18(6). P. 442−7.
  159. Zelenin AV, Kolesnikov VA, Tarasenko OA et al. Bacterial beta-galactosidase and human dystrophin genes are expressed in mouse skeletal muscle fibers after ballistic transfection // FEBS Lett. 1997. V.414(2). P.319−22
  160. Zhang G, Budker V, Williams P, Subbotin V, Wolff JA. Efficient expression of naked DNA delivered intraarterially to limb muscles of nonhuman primates. // Hum Gene Ther. 2001. V.12(4). P.427−38
  161. Я чрезвычайно благодарен руководителю группы генной терапии Баранову Александру Николаевичу за искреннюю поддержку и терпение в течение долгих лет совместной работы.
  162. Я благодарен своему самому первому научному руководителю Татьяне Эдуардовне Иващенко за мое обучение и помощь в обсуждении результатов. Искренне благодарен Ольге Александровне Горюхиной за помощь в подготовке диссертационной работы.
  163. В завершение, я искренне благодарю Лесину Евгению Александровну, с которой мы долгое время работаем в группе генной терапии, за многолетнюю поддержку и участие в моей судьбе. Пользуясь представленной мне возможностью, я хочу предложить ей руку и сердце.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!