Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Пептидергические нейроны супрахиазматического ядра: иннервация и регуляция дифференцировки

Диссертация: Пептидергические нейроны супрахиазматического ядра: иннервация и регуляция дифференцировки
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Получены убедительные доказательства того, что именно СХЯ гипоталамуса является важнейшим центром регуляции циркадных ритмов. К этим доказательствам относятся следующие факты: 1) нарушение циркадных ритмов: двигательной активности, цикла сон-бодрствование, эстрального цикла и овуляции, колебаний температуры тела, питьевого поведения, уровня кортикостероидов при двустороннем разрушении СХЯ (Rusak… Читать ещё >

Пептидергические нейроны супрахиазматического ядра: иннервация и регуляция дифференцировки (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Морфологическая организация супрахиазматического ядра у взрослых млекопитающих
      • 1. 1. 1. Локализация и размеры
      • 1. 1. 2. Клеточный состав
      • 1. 1. 3. Химический состав нейронов
      • 1. 1. 4. Половые особенности в организации супрахиазматического ядра
    • 1. 2. Нервные связи супрахиазматического ядра
      • 1. 2. 1. Эфферентные связи
        • 1. 2. 1. 1. Внутриядерные связи
        • 1. 2. 1. 2. Внутригипоталамические связи
        • 1. 2. 1. 3. Экстрагипоталамические связи
      • 1. 2. 2. Афферентные связи
        • 1. 2. 2. 1. Ретиногипоталамический тракт
        • 1. 2. 2. 2. Геникулогипоталамический тракт
        • 1. 2. 2. 3. Серотонинергический тракт
        • 1. 2. 2. 4. Иннервация ТГ-иммунореактивными волокнами
    • 1. 3. ВИП- и ВП-синтезирующие нейроны — пейсмекеры циркадной системы супрахиазматического ядра
      • 1. 3. 1. ВИП-синтезирующие нейроны
        • 1. 3. 1. 1. Циркадные ритмы синтеза мРНК ВИП
        • 1. 3. 1. 2. Циркадные ритмы синтеза ВИП
      • 1. 3. 2. ВП-еинтезирующие нейроны
        • 1. 3. 2. 1. Циркадные ритмы синтеза мРНК ВП
        • 1. 3. 2. 2. Циркадные ритмы синтеза ВП
    • 1. 4. Онтогенез супрахиазматического ядра
      • 1. 4. 1. Нейроногенез
      • 1. 4. 2. Дифференцировка специфических нейронов
        • 1. 4. 2. 1. ТГ-синтезирующие нейроны
        • 1. 4. 2. 2. ВИП-синтезирующие нейроны
        • 1. 4. 2. 3. ВП-синтезирующие нейроны
      • 1. 4. 3. Афферентные нервные связи
        • 1. 4. 3. 1. Ретиногипоталамический тракт
        • 1. 4. 3. 2. Геникулогипоталамический тракт
        • 1. 4. 3. 3. Иннервация ТГ-иммунореактивными волокнами
        • 1. 4. 3. 4. Серотонинергический тракт. Роль серотонина в эмбриогенезе
  • ГЛАВА 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Показатели дифференцировки и методы их определения
    • 2. 2. Животные
    • 2. 3. Фармакологическая модель иммитации дефицита серотонина в мозге животных
    • 2. 4. Иммуноцитохимическое исследование
      • 2. 4. 1. Взятие материала, фиксация, приготовление срезов
      • 2. 4. 2. Иммуноцитохимия
    • 2. 5. Гибридизация in situ
      • 2. 5. 1. Взятие материала, приготовление срезов
      • 2. 5. 2. Гибридизация in situ
        • 2. 5. 2. 1. Мечение олигонукпеотидных зондов
    • 2. 6. Количественный и полуколичественный анализ изображений
      • 2. 6. 1. Иммуноцитохимическое исследование
      • 2. 6. 2. Гибридизация in situ
    • 2. 7. Статистическая обработка результатов
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
    • 3. 1. Гибридизация in situ мРНК ВП и ВИП
    • 3. 2. Иммуноцитохимия
      • 3. 2. 1. ВП-, ВИП-иммунореактивные нейроны
      • 3. 2. 2. Серотонин-иммунореактивные волокна
      • 3. 2. 3. ТГ-иммунореактивные нейроны
        • 3. 2. 3. 1. Второй день постнатального онтогенеза
        • 3. 2. 3. 2. Десятый день постнатального онтогенеза
        • 3. 2. 3. 3. Взрослые крысы
  • ГЛАВА 4. ОБСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
    • 4. 1. Ауторегуляция серотонином развития серотонинергической системы
    • 4. 2. Влияние серотонина на дифференцировку ВП- и ВИП-синтезирующих нейронов СХЯ
    • 4. 3. Влияние стресса на отсутствие циркадных ритмов в содержании мРНК ВП и ВИП в СХЯ
    • 4. 4. Исследование источника транзиторной иннервации СХЯ ТГ-иммунореактивными волокнами в постнатальном онтогенезе
  • ВЫВОДЫ

Циркадные ритмы функциональной активности млекопитающих, проявляемые на уровне как отдельных клеток, так и целостного организма, формируются под влиянием нейронов-пейсмекеров, локализованных в супрахиазматических ядрах (СХЯ) гипоталамуса (Inouye, Kawamura, 1979; Meijer, Rietveld, 1989; Moore, 1991). Пейсмекеры играют роль биологических часов, с помощью которых организм способен ориентироваться во времени и контролировать различные ритмы таких процессов, как: метаболизм, клеточную пролиферациюповеденческие реакции: сон, бодрствование, прием пищи и воды, локомоторную активность. В нервной системе на уровне отдельных нейронов это проявляется в ритмических колебаниях синтеза и выделения физиологически активных веществ, а также уровня экспрессии рецепторов к этим веществам, например, к серотонину, норадреналину, ацетилхолину (Kafka et al., 1983; Shinohara et al., 1994; Shinohara et al., 1998).

Получены убедительные доказательства того, что именно СХЯ гипоталамуса является важнейшим центром регуляции циркадных ритмов. К этим доказательствам относятся следующие факты: 1) нарушение циркадных ритмов: двигательной активности, цикла сон-бодрствование, эстрального цикла и овуляции, колебаний температуры тела, питьевого поведения, уровня кортикостероидов при двустороннем разрушении СХЯ (Rusak, Zucker, 1979) — 2) восстановление циркадных ритмов у животных с разрушенными СХЯ в результате трансплантации в мозг этих животных СХЯ донора (Lehman et al., 1987; Nakagawa et al., 1993) — 3) изменения содержания мРНК пептидов и самих пептидов в нейронах СХЯ in vitro в соответствии с циркадными ритмами (Honma et al., 1998) — 4) существование генетически детерминированного циркадного ритма метаболической активности в нейронах СХЯ эмбрионов крыс, впервые выявляемом на 19-й эмбриональный день (Э19) и не зависящим от влияния СХЯ матери (Reppert, Schwartz, 1984).

Подтверждают это и опыты по перекрестной трансплантации СХЯ на хомячках, являющихся гомозиготными и гетерозиготными мутантами в автосомном локусе tau (Ralph, 1991). Эти животные характеризуются укорочением периода циркадного ритма локомоторной активности с 24 до 22 часов у гетерозиготных и до 20 часов у гомозиготных. При этом у животных, у которых нарушение ритма вызывалось разрушением СХЯ, в случае приживления СХЯ-трансплантата, циркадные ритмы восстанавливались в зависимости от генотипа донорского СХЯ (Ralph, 1991).

Решающую роль в функционировании СХЯ как пейсмекера циркадных ритмов играет функционирование нейронов, генерирующих эти ритмы и синтезирующих вазопрессин- (ВП) и вазоактивный интестинальный пептид (ВИП) (Daikoku et al., 1992; Honma et al., 1998). В свою очередь, эти нейроны иннервированы нервными волокнами, поступающими в СХЯ в составе трех трактов: ретиногипоталамического (РГТ), геникулогипоталамического (ГГТ), а также серотонинергического из ядер шва среднего мозга. Эти афферентные входы модулируют активность нейронов-пейсмекеров, в результате чего изменяется уровень синтеза мРНК нейропептидов и самих пептидов, а также скорость их выделения.

Нейроны СХЯ образуются в течение нескольких дней эмбриогенеза, у крыс — с Э14−18 с максимумом на Э15 (Altman, Bayer, 1986). Вскоре после образования нейронов, в конце внутриутробного развития, начинают проявляться их фенотипические особенности экспрессии специфических синтезов. Впервые у крыс мРНК ВИП в СХЯ выявляется на Э20−21 (Ugrumov et al., 1994аb- Ban et al., 1997), а мРНК ВП — на Э21−22 (Reppert, Uhl, 1987; Laurent et al., 1989). Первые ВИП-иммунореактивные нейроны обнаруживаются на Э20 (Maegawa, 1987) или Э21 (Laemle, 1988), в то время как ВП-иммунореактивные — на 2-й постнатальный день (П2) (De Vries et al., 1981; Maegawa, 1987). Содержание мРНК ВП в СХЯ изменяется в соответствии с циркадными ритмами, начиная с Э21 (Reppert, Uhl,.

1987), в то время как суточные ритмы в изменении содержания мРНК ВИП появляются в раннем постнатальном периоде — на П4−5 (Isobe, Murarnatsu, 1995).

В пренатальном онтогенезе формируется афферентная иннервация СХЯ нервными волокнами всех трактов: РГТ, ГГТ и серотонинергического, характерных для взрослых животных. Так, серотонинергические волокона прорастают в СХЯ, начиная с Э18 (Ugrumov et al., 1986; Ugrumov, 1992), РГТ — с П1 и ГГТс П4 (Speh, Moore, 1993). Следует отметить, что в эмбриогенезе серотонин, вероятно, поступает в СХЯ не только по нервным волокнам, но и диффундирует из общей системы циркуляции (Soinila et al., 1988; Pham et al., 1991; Yavarone et al., 1993). В пренатальном периоде, в отсутствии установившейся афферентной иннервации, серотонин проявляет свое воздействие как гуморальный диффузный фактор по отношению к нейронам-мишеням. Так, серотонин ингибирует пролиферацию клеток-предшественников популяций нейронов, которые в дальнейшем синаптически иннервируются серотонинергическими волокнами (Lauder, Bloom, 1974; Lauder, Krebs, 1976; 1978). Кроме того, обнаружено ингибиторное влияние серотонина на экспрессию мРНК ВИП в СХЯ также исключительно в пренатальном периоде (Ugrumov et al., 1994а, b), что говорит об этом этапе развития как о критическом для воздействия такого физиологически активного вещества, как серотонин. Однако до сих пор остается не выясненным, является ли действие серотонина на дифференцирующиеся нейроны морфогенетическим (импринтинговым, программирующим), т. е. проявляется ли эффект воздействия серотонина на нейроны-мишени в пренатальном периоде на функциональную активность этих нейронов у взрослого потомства.

Наряду с афферентными входами в СХЯ, существующими у взрослых животных, у молодых животных обнаружена мощная транзиторная иннервация СХЯ тирозингидроксилазными (ТГ)-волокнами, происхождение, природа и функциональное значение которых остается не ясными (Beltramo et al., 1994).

Цель и задачи исследования

.

Целью настоящего исследования было изучение долгосрочного (морфогенетического) влияния серотонина на дифференцировку ВПи ВИП-содержащих нейронов-мишеней СХЯ крыс. Кроме того, предстояло идентифицировать источник транзиторной иннервации СХЯ крыс ТГ-содержащими волокнами в раннем постнатальном онтогенезе.

Для достижения данной цели были поставлены следующие задачи:

1) Использовать экспериментальную — фармакологическую — модель in vivo, имитирующую дефицит серотонина в организме беременных самок и их плодов;

2) Провести сравнительный анализ экспрессии генов ВП и ВИП у взрослых животных, развивавшихся в условиях нормального метаболизма серотонина и при его дефиците;

3) Провести сравнительный иммуноцитохимический анализ ВПи ВИП-содержащих нейронов у взрослых животных, развивавшихся в условиях нормального метаболизма серотонина и при его дефиците;

4) Провести количественный иммуноцитохимический анализ распределения ТГ-иммунореактивных нейронов у крыс в постнатальном периоде в отделах мозга, являющихся кандидатами на участие в этой иннервации.

Научная новизна работы.

В данной работе впервые использована фармакологическая модель дефицита серотонина, позволяющая оценить морфогенетическое (необратимое) воздействие серотонина на дифференцировку ВПи ВИП-содержащих нейронов СХЯ в онтогенезе. При этом впервые показано:

1) Отсутствие морфогенетического влияния серотонина на экспрессию генов ВП и.

ВИП;

2) Морфогенетическое влияние серотонина на метаболизм и/или выделение ВПи ВИП в нейронах СХЯ;

3) Изменение числа ВПи ВИП-иммунореактивных нейронов СХЯ у крыс, развивавшихся в условиях дефицита серотонина, косвенно свидетельствующие об участии серотонина в регуляции пролиферации клеток-предшественников;

5) Источником транзиторной иннервации СХЯ ТГ-содержащими волокнами в раннем постнатальном онтогенезе являются нейроны передней гипоталамической и вентральной ретрохиазматической областей гипоталамуса.

Положения, выносимые на защиту.

1) Серотонин в эмбриогенезе не оказывает морфогенетического влияния на экспрессию генов ВП и ВИП в СХЯ у взрослого потомства;

2) Серотонин в пренатальном периоде оказывает морфогенетическое влияние на дифференцировку ВПи ВИП-содержащих нейронов, что проявляется в снижении внутриклеточного содержания соответствующих пептидов и уменьшении числа иммунореактивных нейронов СХЯ у взрослого потомства;

3) Серотонин не оказывает существенного влияния на развитие дистальных отделов аксонов серотонинергических нейронов у взрослого потомства;

4) Источником транзиторной иннервации СХЯ ТГ-содержащими волокнами в раннем постнатальном онтогенезе являются нейроны передней гипоталамической и ретрохиазматической областей гипоталамуса.

Практическая значимость работы.

Полученные данные могут быть использованы в нейробиологии для углубления представлений о развитии в онтогенезе СХЯ как нервного центра регуляции циркадных ритмов различных функций. В частности, результаты работы используются в спецкурсах для университетов им. П. и М. Кюри (Париж) и в г. Тур (Франция). С практической точки зрения, полученные нами данные могут быть полезны для объяснения патогенеза врожденных нарушений сна или врожденных депрессивных состояний.

Работа выполнена по плану научно-исследовательских работ лаборатории нейрогистологии им. Б. И. Лаврентьева Института нормальной физиологии им. П. К. Анохина РАМН, лаборатории гормональных регуляций Института биологии развития (ИБР) им. Н. К. Кольцова РАН, Института Жан-Роше (Марсель) и Университета им. П. и М. Кюри (Париж) и в рамках программ проектов: РФФИ (грант № 96−04−49 441), РФФИНаучные школы (грант № 00−15−97 840), INTAS-РФФИ (проект 95-IN-RU-1246), PICS (грант № 98−04−22 018), Министерства высшего образования и науки Франции (1994;2000).

Апробация работы.

Основные материалы диссертации представлены и обсуждены на международных и российских научных форумах: «The 14th International Congress of Developmental Biology» Kyoto, Japan, 2001 г., «3rd Forum of European Neuroscience» Paris, 2002 г.- XVIII Съезд физиологического общества им. И. П. Павлова, Казань, 2001 г.- XXVII Итоговая научная сессия Института нормальной физиологии им. П. К. Анохина РАМН «Системная организация физиологических функций», Москва, 2002 г.- совместные семинары лаборатории нейрогистологии им. Б. И. Лаврентьева Института нормальной физиологии им.

П.К. Анохина РАМН и лаборатории гормональных регуляций ИБР им. Н. К. Кольцова РАН.

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 6 работ, из них 3 статьи в ведущих российских журналах, 3 — тезисы докладов.

Структура и объем диссертации

.

Диссертация состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, результатов, обсуждения, выводов и списка литературы, включающего 210 источников. Работа изложена на 112 страницах машинописного текста и включает в себя 5 графиков, 10 схем, 15 микрофотографий, 5 таблиц.

1. Дефицит серотонина в эмбриогенезе не оказывает морфогенетического влияния на экспрессию генов ВП и ВИП в СХЯ у взрослого потомства.2. Дефицит серотонина в пренатальном периоде оказывает морфогенетическое влияние на дифференцировку ВПи ВИП-содержащих нейронов, что проявляется в повышении внутриклеточного содержания соответствующих пептидов и увеличении числа иммунореактивных нейронов СХЯ у взрослого потомства.3. Дефицит серотонина не оказывает существенного влияния на развитие дистальных отделов аксонов серотонинергических нейронов у взрослого потомства.4. Источником транзиторной иннервации СХЯ ТГ-содержащими волокнами в раннем постнатальном онтогенезе являются нейроны передней гипоталамической и ретрохиазматической областей гипоталамуса.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Aitken A.R., Tork I. Early development of serotonin-containing neurons and pathways asseen in whole mount preparations of the fetal brain. J. Сотр. Neurol. 1988. Vol. 274. P. 32−47.
  2. Albers H.E., Minamitani N., Stopa E., Ferris C.F. Light selectively alters vasoactiveintestinal peptide and peptide histidine isoleucine immunoreactivity within the rat suprachiasmatic nucleus. Brain Res. 1987. Vol. 437. P. 189−192.
  3. Albers H.E., Ottenweller J.E. LiouS.Y., Lumpkin M.D., Anderson ЕЯ. Neuropeptide Y inthe hypothalamus: Effects on corticosterone and single-unit activity. Am. J. Physiol. 1990a. 1. Vol. 258. R376-R382.
  4. Albers H.E., Stopa E. Zoeller R.T., KauerJ.S. King J.C., FinkJ.S. Mobtaker J.S., Wolfe
  5. H. Day-night variation in prepro vasoactive intestinal peptide/peptide histidine isoleucinemRNA within the rat suprachiasmatic nucleus. Mol. Brain Res. 1990b. Vol. 7. P. 85−89.
  6. Alonso G. Effects of colchicine on the intraneuronal transport of secretory material prior tothe axon: A morphofunctional study in hypothalamic neurosecretory neurons of the rat. Brain
  7. Altman J., Bayer S.A. The development of the rat hypothalamus. Adv. Anat. Embryol. Cell.
  8. Arluison M., Dietl M., Thibault J. Ultrastructual moфhology of dopaminergic nerveterminals and synapses in the striatum of the rat using tyrosine hydroxylase immunocytochemistry: A topographical study. Brain Res. Bull. 1984. Vol. 13. P. 169−285.
  9. Azmitia E.C., Segal M. An autoradiographic analysis of the differential ascendingprojections of the dorsal and median raphe nuclei in the rat. J. Сотр. Neurol. 1978. Vol. 179. 1. P. 641−668.
  10. Azmitia B.C., Frankfurt M., Davila M. Plasticity of fetal and adult CNS serotonergicneurons: role of growth-regulatory factors. Ann. N, Y. Acad. Sci. 1990. Vol. 600. P. 343−363.
  11. Ban Y., Shigeyoshi Y., Okamura H. Development of vasoactive intestinal peptide mRNArhythm in the rat suprachiasmatic nucleus. J. Neurosci. 1997. Vol. 17. P. 3920−3931.
  12. Bdnky Z. Diurnal fluctuations in hypothalamic serotonin concentration preceed the onset ofthe plasma corticosterone rhythm during ontogenesis of the rat. Neuroendocrinol, Lett. 1984. 1. Vol. 6. P. 207−212.
  13. Barbazanges A., Piazza P.V., Lemoa M., Maccari S. Maternal glucocorticoid secretionmediates long-term effects of prenatal stress. J. Neurosci. 1996. Vol. 16. P. 3943−3949.
  14. Barlow S.M., Morrison P., Sullivan P.M. Plasma corticosterone levels during pregnancy inthe mouse: The relative contribution of the adrenal glands and foetalplacental units. J. Endocr. 1974. Vol. 60. P. 473−483.
  15. Battaglia A.A., Beltramo M., Thibault J., Krieger M., Galas A. A confocal approach to themorphofunctional characterization of the transient tyrosine hydroxylase system in the rat suprachiasmatic nucleus. Brain Res. 1995. Vol. 696. P. 7−14.
  16. Belenky M.A., Pickard G.E. Subcellular distribution of 5-HT (lB) and 5-HT (7) receptors inthe mouse suprachiasmatic nucleus. J. Comp. Neurol. 2001. Vo l. 432. P. 371−388.
  17. Beltramo M., Calas A., Chernigovskaya E., Borisova N., Polenova O., Tillet Y., Thibault
  18. J., Ugrumov M. Postnatal development of the suprachiasmatic nucleus in the rat. МофЬоfunctional characteristics and time course of tyrosine hydroxylase immunopositive fibers.
  19. Neuroscience. 1994. Vol. 63. P. 603−610.
  20. Beltramo M., Calas A., Chernigovskaya E., Ugrumov M. Long-lasting effect ofcatecholamine deficiency on the differentiating vasopressin neurons in the rat supraoptic nucleus. Neuroscience. 1997. Vol. 79. P. 555−561.
  21. Block M., Zucker I. Circadian rhythms of rat locomotor activity after lesions of themidbrain raphe nuclei. J. Сотр. Physiol. 1976. Vol. 109. P. 235−247.
  22. Borisova N.A., Sopronova A.Y., Proshlyakova E.V., Ugrumov M.V. Ontogenesis of thehypothalamic catecholaminergic system in rats: synthesis, uptake and release of catecholamines. Neuroscience. 1991. Vol. 43. P. 223−229.
  23. Bos N.P., Mirmiran M. Effects of excitatory and inhibitory amino acids on neuronaldischarges in the cultured suprachiasmatic nucleus. Brain Res. 1993. Vo l. 31. P. 67−72.
  24. Busier O., Beaudet A. VIP neurons as prime synaptic targets for serotonin afferents in ratsuprachiasmatic nucleus: A combined radioautographic and immunocytochemical study. J.
  25. Neurocytol. 1985. Vo l. 14. P. 749−763.
  26. Botchina G.I., Morin LP. Ontogeny of radial glia, astrocytes and vasoactive intestinalpolypeptide immunoreactive neurons in hamster suprachiasmatic nucleus. Dev. Brain Res. 1995. Vol. 86. P. 48−56.
  27. Bruinink A., Lichtensteiger W., Schlumpf M. Pre- and postnatal ontogeny andcharacterization of dopaminergic D2, serotonergic S2, and spirodecanone binding sites in rat forebrain. J. Neurochem. 1983. Vo l. 40. P. 1227−1236.
  28. Burbach J.P.H., Liu В., Voorhuis T.A.M. et at. Diurnal variation in vasopressin andoxytocin messenger RNAs in hypothalamic nuclei of the rat. Mol. Brain Res. 1988. Vol. 4. P. 157−160.
  29. Cagampang F.R.A., Inouye S.-LT. Diurnal and circadian changes of serotonin in thesuprachiasmatic nuclei: Regulation by light and an endogenous pacemaker. Brain Res. 1994. 1. Vol. 639. P. 175−179.
  30. Cagampang F.R. A., Yang J., Nakayama Y., Fukuhara C, Inouye S.-LT. Circadian variationof arginine-vasopressin messenger R N A in the rat suprachiasmatic nucleus. Mol. Brain
  31. Card J.P., Fitzpatrick-McElligott S., Gozes I., Baldino F. Localization of vasopressin-, vasoactive intestinal polypeptide-, peptide histidine isoleucine- and somatostatin-mRNA in rat suprachiasmatic nucleus. Cell Tissue Res. 1988. Vol. 252. P. 307−315.
  32. Card J. P., Moore R.Y. The suprachiasmatic nucleus of golden hamster:1.munocytochemical analysis of cell and fiber distribution. Neuroscience. 1989. Vol. 13. P. 213−221.
  33. Castel M., Feinstein N. Cohen S., Harari N. Vasopressinergic innervation of the mousesuprachiasmatic nucleus: A n immuno-electron microscopic analysis. J. Сорт. Neurol. 1990. 1. Vol. 298. P. 172−187.
  34. Chang A.S., Chang S.M., Starnes D.M. Cloning and expression of the mouse serotonintransporter. Mol. Brain Res. 1996. Vol. 43. P. 185−192.
  35. Chan-Palay V., Zaborszky L., Kohler С, Goldstein M., Palay S.L. Distribution of tyrosinehydroxylase-immunoreactive neurons in the hypothalamus of rats. J. Сорт. Neurol. 1984. Vol. 227. P. 467−496.
  36. Daikoku S., Hisano S., Kagotani Y. Neuronal associations in the rat suprachiasmaticnucleus demonstrated by immunoelectron microscopy. J. Сорт. Neurol. 1992. Vol. 325. P. 559−571.
  37. Daval G., Verge D., Becerril A., Gozlan H., Spampinato U., Hamon M. Transientexpression of 5-HT (lA) receptor binding sites in some areas of the rat CNS during postnatal development. Int. J. Neurosci. 1987. Vol. 5. P. 171−180.
  38. Ding D., Toth M., Zhou Y., Parks C, Hoffman B.J., Shenk T. Glial cell-specific expressionof the serotonin 2 receptor gene: Selective reactivation of a repressed promoter. Mol. Brain
  39. De Vitry F., Hamon M., Catelon J., Dubois M., Thibault J. Serotonin initiates andautoamplifies its own synthesis during mouse central nervous system development. PNAS. 1986. Vol. 83. R 8629−8633.
  40. Dolan G., Godin C. In vivo formation of tyrosine from p-fluorophenyialanine.
  41. Biochemistry. 1966. Vo l. 5. P. 922−925.
  42. Earnest D.J., Sladek CD. Circadian rhythms of vasopressin release from individual ratsuprachiasmatic explants in vitro. Brain Res. 1987. Vol. 382. P. 129−133.
  43. Everitt B.J., Meister B., Hokfelt T. The organization of monoaminergic neurons in thehypothalamus in relation to neuroendocrine integration. Neuroendocrinology / Ed. C.B.
  44. Nemeroff Boca Raton: CRC press. 1992. P. 87−128.
  45. Fiorica-Howells E., Maroteawc L., Gershon M.D. Receptor in the development of entericneurons. J. of Neurosci. 2000. Vol. 20. P. 294−305.
  46. Frangois-Bellan A.-M., Bosler O. Convergent serotonin and G A B A innervation of VIPneurons in the suprachiasmatic nucleus demonstrated by triple labeling in the rat. Brain Res. 1992. Vol. 595. P. 149−153.
  47. Fuchs J.L., Moore R.J. Development of circadian rhythmicity and light responsiveness inthe rat suprachiasmatic nucleus: A study using the 2-deoxyl-14C.glucose method. PNAS. 1980. Vol. 77. P. 1204−1208.
  48. Fukuhara C, Nishiwaki T., Cagampang F.R.A., Inouye S.-I.T. Emergence of VIPrhythmicity following somatostatin depletion in the rat suprachiasmatic nucleus. Brain Res. 1994. Vol. 645. P. 343−346.
  49. Fuller R.W., Roush B.W., Molloy B.B. Regulation of phenylethanolamine-Nmethyltransferase. Adv. Enzyme Regul. 1974. Vol. 12. P. 311−341.
  50. Gozes I., Shani Y., Liu B., Burbach J.P.H. Diurnal variation in vasoactive intestinal peptidemessenger R N A in the suprachiasmatic nucleus of the rat. Neurosci. Res. Commun. 1989. Vol. 5. R 83−86.
  51. Griffioen H.A. Duindam H, Van der Woude T.P. Functional development of fetalsuprachiasmatic nucleus grafts in suprachiasmatic nucleus-lesioned rats. Braun Res. Bull. 1993. 1. Vol. 31. R 145−160.
  52. Giildner F.H. Numbers of neurons and astroglial cells in the suprachiasmatic nucleus ofmale and female rats. Exp. Brain Res. 1983. Vol. 50. P. 373−376.
  53. Giildner F.H. Structure and neural connections of the suprachiasmatic nucleus. Circadianrhythms in the central nervous system / Ed. P .M. Redfem et al. England: V C H. 1985. P. 1−14.
  54. Hamon M., Bourgoin S., El Mestikawy S., Goetz C. Central serotonin receptors. Handbookofneurochemistry/Ed. A. Lajtha N .Y.: Plenum press. 1984. Vol. 6. P. 107−143.
  55. Hamon M. Serotonine: 5-hydroxytryptamine (5-HT). Neuropeptides et neuromediateurs.1992. Vol. 23. P. 287−292.
  56. Hayashi S., Veda M., Amaya F., Matusda T., Tamada Y. Ibata Y., Tanaka M. Serotoninmodulates expression of VIP and GRP mRNA via the 5-HT (lB) receptor in the suprachiasmatic nucleus of the rat. Exp. Neurol. 2001. Vol. 171. P. 285−292.
  57. Hisano S., Chikamori-Aoyama M., Katoh S., Kagotani Y., Daikoku S., Chihara K.
  58. Suprachiasmatic nucleus neurons immunoreactive for vasoactive intestinal polypeptide havesynaptic contacts with axons immunoreactive for neuropeptide Y: An immunoelectron microscopic study in the rat. Neurosci. Lett. 1988a. Vol. 88. P. 145−150.
  59. Hisano S., Chikamori-Aoyama M., Katoh S., Maegawa M., Daikoku S.1.munohistochemical evidence of serotonergic regulation of vasoactive intestinal polypeptide (VIP) in the rat suprachiasmatic nucleus. Histochem. 1988b. Vol. 86. P. 573−578.
  60. Circadian rhythms in peptides and their precursor messenger RNAs in the suprachiasmaticnucleus. New functional aspects of the suprachiasmatic nucleus of the hypothalamus / Ed. H.
  61. Jacomy H. Bosler O. Catecholaminergic innervation of the suprachiasmatic nucleus in theadult rat: ultrastrictural relationships with neurons containing vasoactive intestinal peptide or vasopressin. Cell Tissue Res. 1995. Vol. 280. P. 87−96.
  62. Jacomy K, Burlet A., Bosler O. Vasoactive intestinal peptide neurons as synaptic targetsfor vasopressin neurons in the suprachiasmatic nucleus. Double-label immunocytochemical demonstration in the rat. Neuroscience. 1999. Vo l. 88. P. 859−870.
  63. Jaeger C.B., Albert V.R., Job Т.Н., Rets D.J. Aromatic L-amino acid decarboxylase in therat brain: Coexistence with vasopressin in small neurons of the suprachiasmatic nucleus. Brain
  64. Jaeger C. B, Aromatic L-amino acid decarboxylase in the rat brain: Immunocytochemicallocalization during prenatal development. Neuroscience. 1986. Vol. 18. P. 121−150.
  65. Jonsson G., Pollare Т., Hallman К, Sacka Ch. Developmental plasticity of centralserotonin neurons after 5,7-dihydroxytryptamine treatment. Ann. N .Y. Academy of Sciences. 1978. P. 328−345.
  66. Jonsson D., Heinemann S. Embryonic expression of the 5-НТз receptor subunit 5-НТз-Аin the rat: an in situ hybridization study. Mol. Cell Neurosci. 1995. Vo l. 6. P. 122−133.
  67. Ka?a M.S., Win-Justice A., Naber D., Moore R.Y. Benedito M.A. Circadian rhythms inrat brain neurotransmitter receptors. Fed. Proc. 1983. Vol. 42. P. 2796−2801.
  68. KalsbeekA., Teclemariam-Mesbah R., Pevet P. Efferent projections of the suprachiasmaticnucleus in the golden hamster (Mesocricetus auratus). J. Сотр. Neurol. 1993. Vol. 332. P. 293 314.
  69. Kawakami F., Okamura K, Fukui K., Yanaihara C, Yanaihara N. Nakaj’ima Т., Ibata Y.
  70. The influence of serotonergic inputs on peptide neurons in the rat suprachiasmatic nucleus: animmunocytochemical study. Neurosci. Lett. 1985. Vo l. 61. P. 273−277.
  71. Kawakami F. Immunocytochemical investigation of serotonergic inputs to vasoactiveintestinal peptide (VlP)-containing neurons in the rat suprachiasmatic nucleus. Biomed. Res. 1986. Vol. 7. P. 779−87.
  72. Kawakami F., Okamura H., Inatomi Т., Tamada Y., Nakajima Т., Ibata Y. Serotonindepletion by p-chlorophenylalanine decreases VIP mRNA in the suprachiasmatic nucleus.
  73. Neurosci. Lett. 1994. Vol. 174. R 81−84.
  74. Kiss I., Leranth C, Haldsz B. Serotoninergic endings on VIP-neurons in thesuprachiasmatic nucleus and on ACTH-neurons in the arcuate nucleus of the rat hypothalamus.
  75. A combination of high resolution autoradiography and electron microscopicimmunocytochemistry. Neurosci. Lett. 1984. Vo l. 44. P. 119−124.
  76. Kiss J.Z., Mezey E. Tyrosine hydroxylase in magnocellilar neurosecretory neurons.
  77. Neuroendocrinology. 1986. Vol. 43. P. 519−525.
  78. Klein B.C., Moore R.Y., Reppert S.M. The Suprachiasmatic nucleus: The mind’s clock.
  79. N.Y.: Oxford Univ. press. 1991. P. 391.
  80. Кое В.К., Weissman А. P-chlorophenylalanine: а specific depletor of brain serotonin. J. of
  81. Pharmacol, and Exp. Therapeutics. 1966. Vol. 154. P. 499−516.
  82. Maegawa M. Development and architectonics of the suprachiasmatic nucleus of rat:1.munohistochemical study. Tokushima J. Exp. Med. 1987. Vol. 34. P. 29−43.
  83. Maegawa M., Hisano S., Tsuruo ?., Katoh S., Nakanishi J., Chikamori-Aoyama M.,
  84. Daikoku S. Differential immunolabeling for electron microscopy of diverse peptidergicneurons. J. Histochem. Cytochem. 1987. Vol. 35. P. 251−255.
  85. Martin K.R., Marsden CA. In vivo voltammetry in the suprachiasmatic nucleus of the rat: effects of R U 24 969, methiothepin and ketanserin. Eur. J. Pharmacol. 1986. Vol. 121. P. 135 139.
  86. McCabe J.Т., Kawata M., Sano Y., Pfaff D.W., Desharnais R.A. Quantitative in situhybridization to measure single-cell changes in vasopressin and oxytocin mRNA levels after osmotic stimulation. Cell molec. Neurobiol. 1990. Vol.10. P.59−71.
  87. Meijer J.H., Rietveld W.J. Neurophysiology of the fetus and suprachiasmatic circadianpacemaker in rodents. Physiol. Rev. 1989. Vol. 69. P. 671−707.
  88. Miceli M.O., Van der Kooy D., Prost СЛ. Differential distribution of cholecystokinin inhamster and rat forebrain. Brain Res. 1987. Vol. 402. P. 318−330.
  89. Michaud N.J. Burton A.F. Maternal-fetal relationships in corticosteroid metabolism. Biol .
  90. Neonate. 1977. Vol. 32. P. 132−137.
  91. Middlemiss D.N. The putative 5-HT| receptor agonist, RU24969, inhibits the efflux of 5hydroxytryptamine from rat frontal cortex slices by stimulation of the 5-HT autoreceptor. J.
  92. Pharm. Pharmacol. 1985. Vol. 37. P. 434−437.
  93. Misu Y., Goshima Y., Ueda H., Okamura H. Neurobiology of L-DOPAergic systems.
  94. Progress in Neurobiol. 1996. Vol. 49. P. 415−454.
  95. Moffett J.R., Williamson L., Palkovits M., Namboodiri M.A.A. N-acetylaspartylglutamate:
  96. A transmitter candidate for the retinohypothalamic tract. PNAS. 1990. Vol. 87. P. 8065−8069.
  97. Montange M., Calas A. Serotonin and endocrinology — the pituitary. Neural serotonin / Ed.
  98. N .N. Osborne, M. Hamo. Chichester: Wiley. 1988. P. 271−303.
  99. Moore R. Y., Halaris A.E., Jones B.E. Serotonin neurones of the midbrain raphe: ascendingprojections. J. Comp. Neurol. 1978. Vol. 80. P. 417−438.
  100. MooreR.Y. Advances in biosciences. L.: Pergamon press. 1988. Vol. 73. P. 97.
  101. Moore R. Y. Development of the suprachiasmatic nucleus. Suprachiasmatic nucleus: Themind’s clock / Ed. D.C. Klein et al. N.Y.: Oxford Univ. press. 1991. P. 391−404.
  102. Moore R. Y, Speh J. C. GAB A is the principal neurotransmitter of the circadian system.
  103. Neurosci. Lett. 1993. V. 150. P. 112−116.
  104. Moore J.P., Wray S. Luteinizing hormone-releasing hormone (LHRH) biosynthesis andsecretion in embryonic L H R H neurons. Endocrinology. 2000. Vol. 141. P. 4486−4495.
  105. Morin A.J., Denoroy L., Jouvet M. Daily variations in concentration of vasoactiveintestinal polypeptide immunoreactivity in discrete brain areas of the rat. Brain Res. 1991. Vol. 538. R 136−140.
  106. Mosko S., Moore R.Y. Retinohypothalamic tract development alteration bysuprachiasmatic lesions in the neonatal rat. Brain Res. 1979. Vol. 164. P. 1−15.
  107. Nakagawa K, Oomura Y, Nagai K. New Functional Aspects of the Suprachiasmatic
  108. Nucleus. 1993. John Libbey, London.
  109. Nebigil e.G., Launay J.M., HickelP., Tournois C., MaroteauxL. 5-hydroxytryptamine 2Breceptor regulates cell-cycle progression: cross-talk with tyrosine kinase pathways. PNAS. 2000. Vol. 97. P. 2591−2596.
  110. Noto T., Hashimoto H, Doi Y., Nakajima T., Kato N. Biorhythm of arginine-vasopressin inthe paraventricular, supraoptic and suprachiasmatic nuclei of rats. Peptides. 1983. Vol. 4. P. 875−878.
  111. Ohkawa T., Takeshita S., Murase T., Kambegawa A., Okinaga S., Aral K. Ontogeny of theresponse of the hypothalamo-pituitary-adrenal axis to maternal immobilization stress in rats.
  112. Endocrinol. Japan. 1991. Vol. 38. R 187−194.
  113. S., Окатит Н., Miyake М., Takahashi Y., Takagi S., Akagi Y., Fukui K.,
  114. Okamoto H. A diumal variation of vasoactive intestinal peptide (VIP) mRNA under a dailylight-dark cycle in the rat suprachiasmatic nucleus. Histochemistry. 1991. Vol. 95. P. 525−528,
  115. Okamura K, Murakami S., Chihara K., Nagatsu /., Ibata Y. Coexistence of growthhormone releasing factor (GRF)-like and tyrosine hydroxylase-like immunoreactivities in neurons of the rat arcuate nucleus. Neuroendocrinology. 1985. Vol. 41. P. 177−179.
  116. Okamura H., Takahashi Y., Terubayahi H., Hamada S., Yanaihara N., Ibata Y. VIP-likeimmunoreactive neurons and retinal projections in the rat suprachiasmatic nucleus. Biomed.
  117. Okamura H., Kawakami F., Tamada Y., GeffardM., Nishiwaki T, Ibata Y., Inouye S.I.T.
  118. Circadian change of VIP mRNA in the rat suprachiasmatic nucleus following pchlorophenylalanine (PCPA) treatment in constant darkness, Mol. Brain Res. 1995. Vol. 29. P. 358−364.
  119. Peters D.A. V. Prenatal stress: effect on development of rat brain serotonergic neurons.
  120. Pharmacol. Biochem. Behav. 1986. Vol. 24. R 1377−1382.
  121. Pham T.D., Gershon M.D., Rothman T.P. Time of origin of neurons in the murine entericnervous system: sequence in relation to phenotype. J, Сотр. Neurol. 1991. Vol. 314. P. 789 798.
  122. Pickard G.E. The afferent connections of the suprachiasmatic nucleus of the goldenhamster with emphasis on the retinohypothalamic projection. J. Comp Neurol. 1982. Vol. 211. 1. R 65−83.
  123. Pletscher A., Burkard W., Gey K.F. Effect of monoamine releasers and decarboxylaseinhibitors on endogenous 5-hydroxyindole derivatives in brain. Biochem. Pharmacol. 1964. 1. Vol. 13. R 385−390.
  124. Pronina T., UgrumovM. V., Adamskaya E., Kuznetsova T., Shishkina L, Babichev V., Calas
  125. A., Tramu G., Mailly P., Makarenko I. Influence of serotonin on the GnRH system in ratfoetuses with special reference to GnRH neurone migration. J. Neuroendocrinology. 2003. 1. Vol. 5. P. 1−10.
  126. Ralph M.R. Suprachiasmatic nucleus: The mind’s clock / Ed. D.C. Klein et al. N .Y. :
  127. Reader T.A., Gauthier P. Catecholamines and serotonin in the rat central nervous systemafter 6-OHDA, 5,7-DHT and p-CPA. J. Neural. Transm. 1984. Vol. 59. P. 207−227.
  128. Reppert SM. Schwartz WJ. The suprachiasmatic nuclei of the fetal rats: Characterizationof a functional circadian clock using ''*C-labeled deoxyglucose. J. Neurosci. 1984. Vol. 4. P. 1677−1682.
  129. Reppert SM., Uhl G.R. Vasopressin messenger ribonucleic acid in supraoptic andsuprachiasmatic nuclei: Apperance and circadian regulation during development.
  130. Endocrinology. 1987. Vol. 120. P. 2483−2487.
  131. M.L., Fuchs J.L. '^^I.Vasoactive intestinal peptide binding in rodentsuprachiasmatic nucleus: Developmental and circadian studies. Brain Res. 1993. Vol. 605. P. 271−279.
  132. Roca A.L., Weaver D.R., Reppert S.M. Serotonin receptor gene expression in the ratsuprachiasmatic nuclei. Brain Res. 1993. Vol. 608. P. 159−165.
  133. Rosenfeld P., Van Eekelen J.A.M., Levine S, De Kloet E.R. Ontogeny of the Type 2glucocorticoid receptor in discrete rat brain regions: A n immunocytochemical study. Dev.
  134. Brain Res. 1988. Vol. 42. P. 119−127.
  135. RusakB., Zucker I. Neural regulation of circadian rhythms. Physiol. Rev. 1979. Vol. 59. P.449−526.
  136. Russel J.A. Changes in nucleolar dry mass of neurons of the paraventricular andsupraoptic nuclei in the rat during pregnancy and lactation. Cell Tiss. Res. 1980. Vol. 108. P. 313−325.
  137. Said S.I. Vasoactive intestinal polypeptide: Biologic role in health and disease. Trends
  138. Endocrinol. Metabol. 1991. Vol. 2. P. 107−112.
  139. Selim M., Glass D.J., Mauser U.E., Rea M.A. Serotonergic inhibition of light-induced fosprotein expression and extracellular glutamate in the suprachiasmatic nuclei. Brain Res. 1993. 1. Vol. 621. P. 181−188.
  140. Shibata S., Moore R.Y. Development on neuronal activity in the rat suprachiasmaticnucleus. Dev. Brain Res. 1987. Vol. 34. P. 311−315.
  141. Shinohara K., Honma S., Katsuno Y., Abe H., Honma K. Circadian rhythms in the releaseof vasoactive intestinal polypeptide and arginine-vasopressin in organotypic slice culture of rat suprachiasmatic nucleus. Neurosci. Lett. 1994. Vol. 170. P. 183−186.
  142. Shinohara K., Inouye S.T. Photic information coded by vasoactive intestinal polypeptideand neuropeptide Y. Neurosci. Biobehav. Rev. 1995. Vo l. 19. P. 349−352.
  143. Shinohara K., Honma S., Katsuno Y, Abe H., Honma K. Circadian release of amino acidsin the suprachiasmatic nucleus in vitro. Neuroreport. 1998. Vo l. 9. P. 137−140.
  144. Shinohara K, Tominaga K., Inouye S.T. Phase dependent response of vasoactive intestinalpolypeptide to light and darkness in the suprachiasmatic nucleus. Neurosci. Res. 1999. Vol. 33. 1. R 105−110.
  145. Slominski A., Paus R. Are L-tyrosine and L-dopa hormone-like bioregulators? J. Theor.
  146. Smale L., Blanchard J., Moore R.Y., Morin L.P. Immunocytochemical characterization ofthe suprachiasmatic nucleus and the intergeniculate leaflet in the diurnal ground squirel, spermophilus lateralis. Brain Res. 1991. Vol. 563. P. 77−86.
  147. Smolen A J. Image analytic techniques for quantification of immunohistochemical stainingin the nervous system, in: Methods in Neurosciences. Quantitative and qualitative microscopy /
  148. Ed. P .M. Conn. San Diego: Academic Press. 1990. Vol. 3. P. 208−229.
  149. Soinila S., Ahonen M., Joh T.H., Steinbusch H.W. 5-Hydroxytryptamine andcatecholamines in developing sympathetic cells of the rat. J. Auton. Nerv. Syst. 1988. Vol. 22. 1. P. 193−202.
  150. Soderstein P., Devries G.J., Buijs R.M., Melin P. A daily rhythm in behavioral vasopressinsensitivity and brain vasopressin concentrations. Neurosci. Lett. 1985. Vol. 58. P. 37−41.
  151. Speh J.C., Moore R.Y. Retinohypothalamic tract development in the hamster and rat. Dev.
  152. Brain Res. 1993. Vol. 76. P. 171−181.
  153. Steinbusch H. W.M. Serotonin-immunoreactive neurons and their projections in the CNS.
  154. Handbook of Chemical Neuroanatomy / Eds. A. Bjorklund et al. Amsterdam: Elsevier. 1984.
  155. Stopa E.G., Minamitani N., Jonasasen J.A., King J.C. Wolfe H., Mobtaker H., Albers
  156. H.E. Localization o f vasoactive intestinal peptide and peptide histidine isoleucineimmuiioreactivity and nRNA within the rat suprachiasmatic nucleus. Mol. Brain Res. 1989. 1. Vol. 4. R 319−325.
  157. Strother W. N., Norman A. B., Lehman M. N. Dl-dopamine receptor binding and tyrosinehydroxylase-immunoreactivity in the fetal and neonatal hamster suprachiasmatic nucleus. Dev.
  158. Brain Res. 1998. Vol. 106. R 137−144.
  159. Swaab D.F., Hofman MA., Honnebier M.B.O. Development of vasopressin neurons inthe human suprschiasmatic nucleus in relation to birth. Dev. Brain Res. 1990. Vol. 52. P. 289 293.
  160. Takahashi Y., Okamura H., Yanaihara N, Hamada S., Fujita S., Ibata Y. Vasoactiveintestinal peptide immunoreactive neurins in the rat suprachiasmatic nucleus demonstrate diurnal variation. Brain Res. 1989. Vol. 497. P. 374−377.
  161. Takahashi L.K. Prenatal stress: consequences of glucocorticoids on hippocampaldevelopment and function. Int. J. Dev. Neurosci. 1998. Vol. 16. P. 199−207.
  162. Tanaka M., Ichitani Y., Okamura H., Tanaka Y., Ibata Y. The direct retinal projection to
  163. VIP neurinal elements in the rat SCN. Brain Res. Bull. 1993. Vol. 31. P. 637−640.
  164. Tillet Y., Caldani M., Tramu G. Immunohistochcmical characterization of the sheepsuprachiasmatic nucleus. J. Chem. Neuroanat. 1989. Vol. 2. P. 215−226.
  165. Tominaga K., Shinohara K., Otori Y., Fukuhara C., Inouye S.-LT Circadian rhythms ofvasopressin content in the suprachiasmatic nucleus of the rat. NeuroReport. 1992. Vol. 3. P. 809−812.
  166. Ueda S., Kawata M., Sano Y. Identification of serotonin and vasopressinimmunoreactivities in the suprachiasmatic nucleus of four mammalian species. 1983. Vol. 234. 1. P. 237−248.
  167. Ueda S., Gu X.F., Whitaker-Azmitia P.M., Naruse 1, Azmitia B.C. Neuro-glialneurotrophic interaction in the S-100 retarded mutant mouse (Polydactyly Nagoya). I. 1. munocytochemical and neurochemical studies. Brain Res. 1994. Vol. 633. P. 275−283.
  168. Ueda S., Aikawa M., Ishizuya-Oka A. Alteration of serotonergic innervation in thesuprachiasmatic nicleus of the rat following removal of input from retina and lateral geniculate nucleus. Neurosci. Lett. 1996. Vol. 211. P. 97−100.
  169. Ugrumov M.V., Mitskevich M.S., Tramu G. Development of the hupothalamicserotoninergic system during ontogenesis in rats: Immunocytochemical and radioautographic study. Brain Res 1986. Vol. 30. P. 75−84.
  170. Ugrumov M.V., Taxi J., Tixier-Vidal A. Ontogenesis of tyrosine hydroxylaseimmunopositive structures in the rat hypothalamus: A n atlas of neuronal cell bodies.
  171. Neuroscience. 1989a. Vol. 29. P. 135−156.
  172. Ugrumov M. v., Proshlyakova E. V., Sapronova A.Y. Development of the hypothalamic 5hydroxytryptamine system during ontogenesis in rats: uptake and release of 5hydroxytryptamine in vitro. Neuroscience. 1989b.Vol. 32. P. 127−131.
  173. Ugrumov M. V. Development of the hypothalamic monoaminergic system in ontogenesis:
  174. Morpho-functional aspects. Zool. Sci. 1992. Vol. 9. P. 17−36.
  175. Ugrumov M. v., Trembleau A., Galas A. Altered vasoactive intestinal polypeptide geneexpression in the fetal rat suprachiasmatic nucleus following prenatal serotonin deficiency. J.
  176. Dev. Neurosci. 1994a. Vol. 12. R 143−149.
  177. Ugrumov M. v., Trembleau A., Roche D., Galas A. Monoamine influence on neuropeptidegene expression during ontogenesis. Actabiol. Acad. sci. hung. 1994b. Vol. 45. P. 441−450.
  178. Ugrumov M.V., Popov A.P., Vladimirov S.V., Kasmambetova Sh.K. Development of thesuprachiasmatic nucleus during ontogenesis. Tyrosine hydroxylase immunopositive cell bodies and fibers. Neuroscience. 1994c. Vol. 58. P. 151−160.
  179. Ugrumov M. v., Popov A.P., Vladimirov S.V., Kasmambetova Sh.K. Development of thesuprachiasmatic nucleus during ontogenesis. Serotonin immunopositive fibers. Neuroscience. 1994d. Vol. 58. P. 161−165.
  180. Van den Pol A.N. The hypothalamic suprachiasmatic nucleus of rat: Intrinsic anatomy. J.
  181. Comp. Neurol. 1980. Vol. 191. P. 661−702.
  182. Van den Pol A.N., Herbst R.S., Powell J.F. Tyrosine hydroxylase-immunoreactiveneurons of the hypothalamus: a light and electron microscopic study. Neuroscience. 1984. Vol. 13.P. 1117−1156.
  183. Van den Pol A.N., Tsujimoto K.L. Neurotransmitters of the hypothalamic suprachiasmaticnucleus: Immunocytochemical analysis of 25 neuronal antigens. Neuroscience. 1985. Vol. 15. 1. P. 1049−1086.
  184. Van den Pol A.N. The suprachiasmatic nucleus: morphological and cytochemicalsubstrates for cellular interaction. Suprachiasmatic nucleus. The mind’s clock / Ed. D.C. Klein,
  185. R.Y. Moore, S.M. Reppert. N .Y.: Oxford University press. 1991. P. 17−50.
  186. Van Eekelen J.A.M., Rosenfeld P., Levine S., Westphal H.M., De Kloet E.R. Postnataldisappearance of glucocorticoid receptor immunoreactivity in the suprachiasmatic nucleus of the rat. Neurosci. Res. Commun. 1987. Vol. 3. P. 129−133.
  187. Van Toi H.H.M., Voorhuis D.T.A., Burbach J.P.H. Oxytocin gene expression in discretehypothalamic magnocellular cell groups is stimulated by prolonged salt loading.
  188. Endocrinology. 1987. Vol. 120. P. 71−76.
  189. Van Praag H.M. Serotonin metabolism in affective disorders. In depression andschizophrenia. Spectrum pubhcations. N .Y. 1977. P. 47−52.
  190. Wallace J.A., Lauder J.M. Development of the serotoninergic system in the rat embryo:
  191. An immunohistochemical study. Brain Res. Bull. 1983. Vol. 10. P. 459−479.
  192. Watts A.G., Swanson L.W. Efferent projections of the suprachiasmatic nucleus. 2. Studiesusing retrograde transport of fluorescent dyes and simultaneous peptide immunocytochemistry in the rat. J. Comp. Neurol. 1987. Vol. 258. P. 230−252.
  193. Watts A.G., Swanson L.W., Sanchez-Watts G. Efferent projections of the suprachiasmaticnucleus. 1. Studies using anterograde transport of Phaseolus vulgaris leucoagglutinin in the rat.
  194. J. Comp. Neurol. 1987. Vol. 258. P. 204−229.
  195. Weaver D.R., Rivkees S.A., Reppert S.M. Dl-dopamine receptors activate c-fos expressionin the fetal suprachiasmatic nuclei. PNAS. 1992. Vol. 89. P. 9201−9204.
  196. Weiss B.F., Wurtman R.J., Munro H.N. Disaggregation of brain polysomes by L-5hydroxytryptophan: mediation by serotonin. Life Sei. 1973. Vol. 13. P. 411−416.
  197. Whitaker-Azmitia P.M., Azmitia E.G. Autoregulation of fetal serotonergic neuronaldevelopment: role of high affinity serotonin receptors. Neurosci. Lett. 1986. Vol. 67. P. 307 312.
  198. Whitaker-Azmitia P.M., Azmitia E.C. Stimulation of astroglial serotonin receptors producesculture media which regulates growth of serotonergic neurons. Brain Res. 1989. Vol. 497. P. 80−85.
  199. Whitaker-Azmitia P.M., Murphy R., Azmitia E.C. Stimulation of astroglial 5 — H T I Areceptors releases the serotonergic growth factor, protein S-100 and alters astroglial morphology. Brain Res. 1990. Vol. 528. P. 155−158.
  200. Whitaker-Azmitia P.M., Azmitia E.C. Astroglial 5 — H T I A receptors and S-100 indevelopment and plasticity. Persp. Dev. Neurobiol. 1994. Vo l. 2. P. 233−238.
  201. Yamase K., Takahashi S., Nomura K., Haruta K., Kawashima S. Circadian changes inarginine vasopressin level in the suprachiasmatic nuclei in the rat. Neurosci. Lett. 1991. Vol. 130. P. 255−258.
  202. Yang J., Cagampang F.R.A., Nakayama Y., Inouye S.-I.T. Vasoactive intestinal polypeptideprecursor mRNA exhibits diurnal variation in the rat suprachiasmatic nucleus. Mol. Brain
  203. YavaroneM.S., Shuey D.L., Sadler T.W., Lauder J.M. Serotonin uptake in the ectoplacentalcone and placenta of the mouse. Placenta. 1993. Vol. 14. P. 149−161.
  204. Young III W.S., Warden M., Mezey E. Tyrosine hydroxylase mRNA is increased byhyperosmotic stimuli in the paraventricular and supraoptic nuclei, Neuroendocrinology. 1987. 1. Vol, 46. P. 439−444.
  205. Young III W.S., Kovasc K., Lolait S.J. The diurnal rhythm in vasopressin V i a receptorexpression in the suprachiasmatic nucleus is not dependent on vasopressin. Endocrinology. 1993, Vol. 133. P. 585−590,
  206. Neuroendocrin. 1991. Vol. 4. P. 119−124.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!