Сравнительная характеристика мезенхимальных стромальных клеток костного мозга, жировой ткани и плаценты человека

ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Сравнительная характеристика мезенхимальных стромальных клеток костного мозга, жировой ткани и плаценты человека (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

Глава 1. Мезенхимальные стромальные клетки: история открытия и биологические особенности (обзор литературы)
- 1. 1. Ткани, содержащие МСК
- 1. 2. Характеристика и популяционный состав МСК
  - 1. 2. 1. Некоммитированные мезенхимальные предшественники в культурах МСК
  - 1. 2. 2. Кольиитированные предшественники в культурах МСК
  - 1. 2. 3. Пролиферативная иерархия мезенхгшалъных предшественников
- 1. 3. Функциональная активность МСК
  - 1. 3. 1. Иммунорегуляторные свойства МСК
  - 1. 3. 2. МСК и гемопоэз
- 1. 4. МСК in vivo
Глава 2. Материалы и методы исследования
Глава 3. Оценка фибробластоподобных клеток, выделенных из костного мозга, жировой и плацентарной ткани, в соответствии с требованиями Международного общества по клеточной терапии
- I. SCT, 2006)
Глава 4. Морфо-функциональн ая характеристика МСК различного тканевого происхождения
- 4. 1. Клоногенностъ, пролиферативная активность и морфометрические особенности МСК
- 4. 2. Дифференцировочный (остеогенный) потенциал МСК
Глава 5. Мультиплексный анализ биологически активных медиаторов, продуцируемых мезенхимальными стромальными клетками
- 5. 1. Конститутивная продукция биологически активных медиаторов
- 5. 2. Спонтанная и ЛПС-индуцированная продукция биологически активных медиаторов
Глава 4. Иммуносу п г ессорнля и гемопоэзстимулирующая активность МСК
- 4. 1. Влияние МСК на пролиферацию активированных Т-лимфоцитов
- 4. 2. Механизмы иммуносупрессорной активности МСК
- 4. 3. Гемопоэзстимулирующая активность МСК
Обсуждение
Выводы

Актуальность темы

исследования.

В связи со стремительным развитием клеточных подходов в регенеративной и восстановительной медицине все больший интерес привлекает возможность получения в короткий срок достаточного количества клеточного материала за счет экспансии клеток in vitro. В этих целях наиболее перспективными и востребованными признаются мультипотентные мезенхимальные стромальные клетки.

Мезенхимальные стромальные клетки (МСК) относятся к классу соматических стволовых клеток, которые характеризуются способностью к самоподдержанию и дифференцировке в клетки тканей мезодермального происхождения [35]. В 2006 году Комитетом по стволовым клеткам Международного общества клеточной терапии была проведена согласительная конференция и определены «минимальные» критерии, специфичные для МСК: а) адгезия к пластику и фибробластоподобная морфология, б) характерный иммунофенотип (экспрессия CD73, CD90, CD 105 и отсутствие экспрессии CD34, CD45, HLA-DR) и в) способность дифференцироваться в остеогенном, адипогенном и> хондрогенном направлении [56].

Кроме того, на различных экспериментальных моделях показана способность мезенхимальных клеток дифференцироваться в клетки тканей эктои эндодермального происхождения. Например, клетки нервной, мышечной тканей, а также эпителиальные клетки, что предполагает наличие у МСК потенциала плюрипотентных стволовых клеток [22, 28, 32, 74, 136, 138, 168]. Не менее важной биологической особенностью МСК является их низкая иммуногенность, способность к миграции в очаг повреждения/воспаления, гемопоэзстимулирующая и иммуномодулирующая активность, что позволяет рассматривать их, как потенциально активных индукторов/регуляторов репаративных процессов [5, 13, 77, 94, 131, 147, 163]. Так, в настоящее время активно обсуждается возможность использования МСК с целью ускорения восстановления кроветворения и профилактики развития РТПХ при трансплантации стволовых кроветворных клеток пациентам гемобластозами после высокодозовой химиотерапии [106, обзор в 21]. Кроме того, разрабатываются новые подходы по использованию МСК, для восстановления репаративного остеогенеза у пациентов с I различными его нарушениями как местного, так и системного характера [2−4, 6−8, 13], а также в терапии ряда других патологий [1, 10, 11].

Как правило, МСК выделяют из костного мозга, где они и были впервые идентифицированы Фриденштейном А. Я. с соавт. еще в 70-х годах XX столетия [60]. Однако получение аспирата костного мозга из крыла подвздошной кости представляет инвазивную и травматичную процедуру. Кроме того, показано, что с возрастом человека количество, дифференцировочный потенциал и жизнеспособность костномозговых мезенхимальных клеток резко снижается [156].

В этой связи проводится интенсивный поиск альтернативных и более доступных источников для получения достаточного количества МСК, которые по своим основным биологическим свойствам были бы сопоставимы с мезенхимальными клетками костномозгового происхождения.

Одним из таких источников может быть’жировая ткань [176], другимплацента [63, 83]. Однако, фенотипические н ефункциональные особенности жировых и плацентарных МСК, а также их иммунорегуляторные свойства в настоящее время изучены недостаточно полно и требуют дальнейших исследований. j 1 1.

Сравнительный анализ МСК различного тканевого происхождения I имеет немаловажное теоретическое, а также практическое значение. С фундаментальной точки зрения важно понимать, имеются или нет какие-либо специфические отличия МСК в зависимости от их локализации в тех или иных тканевых нишах (например, в строме костного мозга или в жировой клетчатке), а также в зависимости от их принадлежности к развивающимся (плацента новорожденного) или зрелым, дефинитивным тканям (костный мозг, жировая ткань взрослого человека).

Результаты сравнительных исследований МСК, выделенных из различных тканевых источников, могут иметь и практическую ценность, например, для оптимизации технологий трансплантации МСК. В клинической практике наиболее безопасным считается использование аутологичного клеточного материала, что позволяет отказаться от гетеро-или алло-трансплантаций, сопряженных с решением проблем гистосовместимости, этических и юридических вопросов, а также позволяет исключить риск ятрогенного инфицирования. Однако использование МСК в целях аутотрансплантации диктует необходимость предварительной оценки их функционального состояния. Очевидно, что эффективность лечения с использованием МСК во многом будет определяться их биологической активностью, которая, в свою очередь, прямо зависит от множества факторов, таких как источник получения и особенности выделения/экспансии МСК in vitro, а также возраст/генетические особенности больного, характер/распространенность патологического процесса, медикаментозная предлеченность, и т. д.

Исходя из этого, была сформулирована цель работы: на основе анализа морфо-функциональных и иммунорегуляторных свойств фибробластоподобных клеток, выделенных из костного мозга, липоаспирата и плаценты человека, провести сравнительную характеристику мезенхимальных стромальных клеток различного тканевого происхождения.

Для достижения поставленной цели были сформулированы следующие задачи:

1. Оценить фибробластоподобные клетки, выделенные из костного мозга, жировой и плацентарной ткани, с позиций требований Международного общества клеточной терапии (ISCT) на их соответствие критериям МСК.

2. Провести сравнительный анализ исходного содержания клоногенных прекурсоров МСК в исследуемых тканях, а также оценить пролиферативный и дифференцировочный (остеогенный) потенциал МСК.

3. Провести сравнительную оценку уровня конститутивной, спонтанной и ЛПС-индуцированной продукции биологически активных медиаторов (цитокинов, хемокинов, ростовых факторов, ММР-9 и TIMP-1) в цельных и стандартизированных культурах МСК различного тканевого происхождения.

4. Исследовать влияние МСК на пролиферацию активированных Т-лимфоцитов, стимулированных митогеном и аллоантигенами, а также изучить клеточно-молекулярные механизмы иммуносупрессорной активности МСК различного тканевого происхождения.

5. Провести сравнительный анализ гемопоэзстимулирующей активности МСК костного мозга, жировой и плацентарной ткани.

Научная новизна.

Впервые установлено, что в жировой ткани количество клоногенных прекурсоров МСК достоверно выше, чем в костном мозге и плаценте. Вне зависимости от типа тканей показана способность МСК к самоподдержанию и активному клеточному росту. Впервые установлено, что в популяции плацентарных клеток в отличие от KML иЖ-МСК преобладают клетки с диаметром менее 20 мкм. При. этомП-МСК характеризуются наиболее выраженным пролиферативным потенциалом, о чем свидетельствует количество клеток, генерируемых в первичных культурах, а также динамика удвоений клеточной популяции в процессе культивирования.

Впервые выявлено, что костномозговые МСК обладают более выраженным остеогенным потенциалом, чем П-МСК и, особенно, Ж-МСК. После культивирования в индукционной среде пик продукции депозитов кальция регистрируется в культурах КМ-МСК, в которых количество клеток в 2 и 8 раз меньше, чем в культурах П-МСК и Ж-МСК, соответственно.

На основе анализа конститутивной продукции 24 биологически активных медиаторов впервые показано, что МСК различного тканевого происхождения обладают функциональным потенциалом для поддержания кроветворения (через продукцию G-CSF, GM-CSF, эритропоэтина), иммуномодуляции (через продукцию IFN-y, IL-2, IL-6, IL-1(3, TNF-a и хемокинов — IL-8, МСР-1, М1Р-1(3) и стимуляции репаративных процессов (через продукцию VEGF, FGF-basic, IGF-1, IL-6, TIMP-1/MMP-9). Впервые установлено, что по характеру и уровню спонтанной (базальной) продукции цитокинов Ж-МСК в большей степени проявляют провоспалительный (IL-1Ь, TNF-a), йммунорегуляторный (IFN-y, IL-2, IL-4, IL-6, IL-8, MCP-1, MlP-lb) и гемопоэзстимулирующий (G-CSF, GM-CSF) фенотип, но при этом характеризуются более низкой чувствительностью к ЛПС-стимуляции, чем КМи П-МСК.

Показано, что МСК исследуемых тканей обладают иммуносупрессорной активностью, которая проявляется в ингибиции пролиферативного ответа активированных Т-лимфоцитов. При этом впервые установлено, что КМ-МСК отличаются наиболее выраженной супрессией в отношении Т-клеток, активированных aHTH-CD3-антителами, тогда как Жи П-МСК — в отношении Т-лимфоцитов, активированных аллоантигенами в CKJI. При изучении клеточно-молекулярных механизмов анти-пролиферативного эффекта МСК. получены новые данные о том, что иммуносупрессорная активность МСК сопряжена: со снижением экспрессии на Т-клетках.активационных молекул (CD25, HLA-DR), а также реализуется через продукцию sHLA-G и PGE2. Кроме того, действие МСК частично может опосредоваться через модуляцию функциональной активности дендритных клеток.

Показано, что как КМ-МСК, так и П-МСК и Ж-МСК характеризуются наличием гемопоэзстимулирующей активности, которая проявляется в их способности усиливать дифференцировку гемопоэтических клеток-предшественников в эритроидном и гранулоцитарно-макрофагальном направлении.

Теоретическая и практическая значимость.

Теоретическая значимость работы заключается в получении новых сведений о морфо-функциональных свойствах мезенхимальных стромальных клеток в зависимости от локализации в различных тканевых нишах (костного мозга и жировой ткани), а также в зависимости от их принадлежности к развивающимся (плацента новорожденного) или зрелым, дефинитивным тканям (костный мозг, жировая ткань взрослого человека).

Практическая значимость работы заключается в разработке нового метода полуколичественной оценки интенсивности остеогенной дифференцировки МСК (Патент 2 370 771 РФ «Способ оценки остеогенного потенциала мезенхимальных стромальных клеток»). Предложенный метод может повысить эффективность использования МСК, например, в травматологии и ортопедии, поскольку позволяет определять наиболее оптимальные условия функционирования МСК в зависимости от типа тканевого источника, клеточной плотности МСК, кратности/длительности пассирования МСК in vitro, концентрации ростовых сывороточных факторов в микроокружении.

Результаты исследований по изучению костномозговых МСК были использованы при разработке новой медицинской технологии «Использование совместной' трансплантации мезенхимальных стволовых стромальных клеток и стволовых кроветворных клеток при гемобластозах и аутоиммунных-заболеваниях», зарегистрированной Федеральной службой по надзору в сфере здравоохранения и социального развития (ФС № 2008/014 от 30 января 2008 т).

Полученные данные, характеризующие биологические свойства плацентарных МСК, а также разработанные протоколы по их выделению и количественной экспансии могут послужить основой для расширения сферы деятельности существующих Банков пуповинной крови.

Основные положения, выносимые на защиту.

1. Фибробластоподобные клетки, выделенные из костного мозга, жировой и плацентарной ткани, в целом соответствуют критериям мультипотентных мезенхимальных стромальных клеток, однако различаются между собой по уровню пролиферативной активности и по способности дифференцироваться в остеогенном направлении.

2. МСК, выделенные из костного мозга, жировой и плацентарной ткани, через продукцию растворимых факторов обладают функциональным потенциалом для поддержания кроветворения, иммуномодуляции и стимуляции репаративных процессов.

3. КМ-МСК, П-МСК и Ж-МСК оказывают анти-пролиферативный эффект на активированные Т-клетки, а также индуцируют дифференцировку стволовых кроветворных клеток в эритроидном и гранулоцитарно-макрофагальном направлении.

Апробация работы:

Основные положения диссертации доложены и обсуждены на Всероссийских научно-практических конференциях «Дни иммунологии в Сибири» (Красноярск, 2006; Омск, 2007; Томск, 2008) — на XI и XIII Всероссийских научно-практических форумах «Днииммунологии' в Санкт-Петербурге» (Санкт-Петербург, 2007; 2009) — на 3-ей Международной конференции «Фундаментальные науки — медицине» (Новосибирск, 2007) — на II Объединенном иммунологическом форуме (Санкт-Петербург, 2008), а также на ежегодном конгрессе Европейской Группы по гематологии и трансплантации костного мозга — 34th Annual Congress ЕВМТ (Florence, 2008). Апробация диссертации состоялась 5 ноября 2009 года на расширенном семинаре НИИ клинической иммунологии СО РАМН.

Публикации.

По теме диссертации опубликовано 12 печатных работ, из них 4 статьи в центральной печати (в том числе 3 статьи в журналах, рекомендованных ВАК для публикации результатов работ на соискание ученой степени кандидата наук), а также получен 1 патент.

Объем и структура диссертации:

Диссертация написана в традиционном стиле и состоит из введения, обзора литературы, описания материалов и методов исследования, 4 глав собственных исследований, обсуждения полученных результатов и выводов. Материал изложен на 109 страницах машинописного текста, включающего 21 таблицу и 13 рисунков. Прилагаемая библиография содержит ссылки на 177 литературных источников, в том числе, 164 иностранных.

Выводы.

1. МСК, выделенные из костного мозга (КМ-МСК), жировой (Ж-МСК) и плацентарной ткани (П-МСК), различаются по уровню пролиферативной активности. По сравнению с КМи Ж-МСК плацентарные МСК, содержащие в 1,5 раза больше клеток с диаметром <20 мкм, характеризуются наиболее выраженным пролиферативным потенциалом, о чем свидетельствует 2-кратное увеличение числа «дочерних» клеток, образующихся из 1 клоногенного прекурсора (КОЕ-Ф), а также более короткий период времени, необходимого для достижения клеточного монослоя.

2. Костномозговые МСК отличаются от П-МСК и, особенно, Ж-МСК более выраженным остеогенным потенциалом. Пик продукции депозитов кальция регистрируется в индуцированных культурах КМ-МСК в дозе 1250 клеток/лунку, тогда как в культурах П-МСК и Ж-МСК максимальная минерализация внеклеточного матрикса отмечается при концентрациях 2500 и 10 000 клеток/лунку.

3. МСК различного тканевого происхождения обладают функциональным потенциалом для поддержания кроветворения (через продукцию G-CSF, GM-CSF, ЕРО), иммуномодуляции (через продукцию IFN-y, IL-2, IL-6, IL-lb, TNF-a и хемокинов — IL-8, MCP-1, MlP-lb) и стимуляции репаративных процессов (через продукцию VEGF, FGF-basic, IGF-1, IL-6, ММР-9, TIMP-1).

4. По уровню спонтанной (базальной) продукции цитокинов Ж-МСК в большей степени проявляют провоспалительный (IL-lb, TNF-a), иммунорегуляторный (IFN-y, IL-2, IL-4, IL-6, IL-8, MCP-1, MlP-lb) и гемопоэзстимулирующий (G-CSF, GM-CSF) фенотип, но при этом характеризуются более низкой чувствительностью к ЛПС-стимуляции, чем КМи П-МСК.

5. МСК обладают иммуносупрессорной активностью, которая проявляется в ингибиции пролиферации активированных Т-лимфоцитов. При этом, КМ-МСК отличаются наиболее выраженной супрессией в отношении Т-клеток, активированных анти-СОЗ-антителами, тогда как Жи П-МСК — в отношении Т-лимфоцитов, активированных аллоантигенами в CKJI.

6. Иммуносупрессорная активность МСК сопряжена со снижением экспрессии на Т-клетках активационных молекул (CD25, HLA-DR), а также реализуется через продукцию sHLA-G и PGE2. Анти-пролиферативный эффект МСК может также частично опосредоваться через модуляцию функциональной активности дендритных клеток.

7. МСК независимо от источника тканевого происхождения характеризуются наличием гемопоэзстимулирующей активности, которая проявляется в их способности усиливать дифференцировку стволовых кроветворных клеток в эритроидном и гранулоцитарно-макрофагальном направлении.

Показать весь текст

Список литературы

Деев Р.В., Цупкина Н. В., Сергеев B.C., Сериков В.Б., Гололобов
B.Г., Пинаев Г. П. Особенности физиологического и репаративного остеогенеза после трансфузии ядросодержащих клеток костного мозга. // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. 2006. — Т. 3, № 5.-С. 54−58.
Зорин B. JL, Крашенинников М. Е., Фролов В. И., соавт. Способ восстановления целостности дефектов длинных трубчатых костей с использованием мезенхимальных стволовых клеток. // Вестниктрансплантологии и искусственных органов. 2004, № 1. — С. 37−40.
Зубов Д. А., Оксимец В. М. Цитокиновая иммунорегуляция репаративной регенерации костной ткани культивированными мезенхимальными стволовыми клетками. // Травма, — 2008: Т.9, № 2.1. C. 145−153.
Терминология, используемая в практике клеточных технологий. // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. — 2006. Т. 4, № 6. -С. 6−8.
Черных Е.Р., Старостина Н. М., Пальцев А. И., соавт. Аутологичные клетки костного мозга при лечении цирроза печени. // Клеточные технологии в биологии и медицине. 2007. — Т. 4. — С. 231−237.
Черных Е.Р., Ступак В. В., Мурадов Ж. М., соавт. Применение аутологичных костномозговых клеток при лечении пациентов' с травматическими повреждениями спинного мозга. // Клеточные технологии в биологии и медицине. 2007. — Т. 2. — С. 109−114.
Aggarwal S., Pittenger M.F. Human mesenchymal stem cells modulate allogeneic immune cell responses. // Blood. 2005. — Vol. 105. — P. 18 151 822.
Alberts В., Johnson A., Lewis .J, Raff M., et al. Cell junctions, cell adhesion, and the extracellular matrix // In: Molecular Biology of the Cell. New York: Garland Science. 2002. — P. 1065−1125.
Aleksandrova M.A., Sukliikh G.T., Chailakhyan R.K., et al. Comparative analysis of differentiation and behavior of human neural and mesenchymal stem cells in vitro and in vivo. // Bull Exp Biol Med. 2006. — Vol. 141. -P. 152−160.
Ashton B.A., Allen T.D., Howlett C.R., et al. Formation of bone and cartilage by marrow stromal cells in diffusion chambers in vivo. // Clin OrthopRelatRes.- 1980.-Vol. 151.-P. 294−307.
Awad H.A., Butler D.L., Boivin G.P., et al. Autologous mesenchymal stem cell-mediated repair of tendon. // Tissue Eng. 1999. — Vol. 5. — P. 267−277.
Bab I., Ashton B.A., Gazit D., et al. Kinetics and differentiation of marrow stromal cells in diffusion chambers in vivo. // J Cell Sci. 1986. -Vol. 84.-P. 139−151.
Bach S.P., Renehan A.G., Potten C.S. Stem cells: The intestinal stem cell as a paradigm. // Carcinogenesis. 2000. — Vol. 21. — P. 469−476.
Ball L.M., Bernardo M.E., Locatelli F. Potential role of mesenchymal stromal cells in pediatric hematopoietic SCT. // Bone Marrow Transplantation. 2008. — Vol. 42. — P. S60-S66.
Barry F., Boynton R., Murphy M., et al. The SH-3 and SH-4 antibodies recognize distinct epitopes on CD73 from human mesenchymal stem cells. // Biochem. Biophys. Res. Commun.-2001. Vol. 289. -P. 519−524.
Barry F.P., Boynton R.E., Haynesworth S., et al. The monoclonal antibody SH-2, raised against human mesenchymal stem cells, recognizes an epitope on endoglin (CD105). // Biochem. Biophys. Res. Com. // 1999. -Vol. 265, № l.-P. 134−139.
Beer A.E., Sio J.O. Placenta as an immunological barrier. // Biol. Reprod. -1982.-Vol. 26.-P. 15−27.
Berardi A.C., Wang A., Levine J.D., Lopez P., Scadden D.T. Functional isolation and characterization of human hematopoietic stem cells. // Science. 1995.-Vol. 267.-P. 104−108.
Beresford J.N., Bennett J.H., Devlin C., Leboy P. S., Owen M.E. Evidence for an inverse relationship between the differentiation of adipocytic and osteogenic cells in rat marrow stromal cell cultures. // J Cell Sci.-1992.-Vol. 102.-P. 341−351.
Beyth S., Borovsky Z., Mevorach D., et al. Human mesenchymal stem cells alter antigen-presenting cell maturation and induce T-cell unresponsiveness.//Blood.-2005.-Vol. 105.-P. 2214−2219.
Bianco P., Riminucci M., Gronthos S., et al. Bone marrow stromal, stem cells: nature, biology, and potential applications. // Stem Cells. 2001. -Vol. 19.-P. 180−192.
Bonab M.M., Alimoghaddam К., Talebian F., et al. Aging of mesenchymal stem cells in vitro. // BMC cell biology. 2006. — Vol. 7. — P. 14−21.
Bordignon C., Carlo-Stella C., Colombo M.P., et al. Cell therapy: Achievements and perspectives. // Haematologica. 1999. — Vol. 84. — P. 1110−1149.
Bruder S.P., Horowitz M.C., Mosca J.D., Haynesworth S.E. Monoclonal antibodies reactive with human osteogenic cell surface antigens. // Bone. -1997.-Vol. 21.-P. 225−235.
Campagnoli C., Roberts I.A., Kumar S., et al. Identification of mesenchymal stem/progenitor cells in human first-trimester fetal blood, liver, and bone marrow. // Blood. 2001. — Vol. 98. — P. 2396−2402.
Caplan A.I. The mesengenic process. // Clin Plast Surg. 1994. — Vol. 21.-P. 429−435.
Caplan A.I., Dennis J.E. Mesenchymal stem cells as trophic mediators. // J Cell Biochem. 2006. — Vol. 98. — P. 1076−1084.
Castro-Malaspina H., Gay R.E., Resnick G., et al. Characterization of human bone marrow fibroblast colony-forming cells (CFU-F) and tlieir progeny. //Blood. 1980. -Vol. 56, № 2.-P. 289−301.
Charbord P., Tavian M., Humeau L., Peault B. Early ontogeny of the human marrow from long bones: an immunohistochemical study of hematopoiesis and its microenvironment. // Blood. — 1996. Vol. 87. — P. 4109−4119.
Chen X.D., Qian H.Y., Neff L., et al. Thy-1 antigen expression by cells in the osteoblast lineage. // J. Bone Miner. Res. 1999. — Vol. 14. — P. 362 375.
Cheng L., Qasba P., Vanguri P., Thiede M.A. Human mesenchymal stem cells support megakaryocyte and pro-platelet formation from CD34(+) hematopoietic progenitor cells. // J Cell Physiol. 2000. — Vol. 184. — P. 5869.
Chichester C.O., Fernandez M., Minguell J.J. Extracellular matrix gene expression by human bone marrow stroma and by marrow fibroblast. // Cell Adhes Commun. 1993. — Vol. 1. — P. 93−99.
Colter D.C., Class R., Di Girolamo C.M., et al. Rapid expansion of recycling stem cells in cultures of plastic-adherent cells from human bone marrow. // Proc Natl Acad Sci USA. 2000. — Vol. 97. — P. 3213−3218.
Conget P.A., Minguell J.J. Phenotypical and functional properties of human bone marrow mesenchymal progenitor cells. // J Cell Physiol. -1999.-Vol. 181.-P. 67−73.
Corcione A., Benvenuto F., Ferretti E., et al. Human mesenchymal stem cells modulate B-cell functions. // Blood. 2006. — Vol. 107. — P. 367−372.
Dazzi F., Ramasamy R., Glennie S., et al. The role of mesenchymal stem cells in haemopoiesis. // Blood Reviews. 2006. — Vol. 20. — P. 161−171.
De Ugarte D.A., Morizono K., Elbarbary A. Comparison of multi-lineage cells from human adipose tissue and bone marrow. // Cells Tissues Organs. -2003.-Vol. 174, № 3,-P. 101−109.
Dennis J.E., Caplan A.I. Analysis of the developmental potential of conditionally immortal marrow-derived mesenchymal progenitor cells isolated from the H-2Kb-tsA58 transgenic mouse. // Connect Tissue Res. -1996.-Vol. 35.-P. 93−99.
Dennis J.E., Merriam A., Awadallah A., et al. A quadripotential mesenchymal progenitor cell isolated from the marrow of an adult mouse. // J Bone Miner Res. 1999. — Vol. 14. — P. 700−709.
Dexter T.M., Allen T.D., Lajtha L.G. Conditions controlling the proliferation of haemopoietic stem cells in vitro. // J Cell Physiol. 1977. -Vol. 91.-P. 335−344.
Di Nicola M., Carlo-Stella C., Magni M., et al. Human bone marrow stromal cells suppress T-lymphocyte proliferation induced by cellular or nonspecific mitogenic stimuli. // Blood. 2002. — Vol. 99. — P. 3838−3843.
Djouad F., Charbonnier L.M., Bouffi C. Mesenchymal Stem Cells Inhibit the Differentiation of Dendritic Cells Through an Interleukin-6-Dependent Mechanism. // Stem Cells. 2007. — Vol. 25, № 8. — P. 2025 -2032.
Dominici M., Le Blanc K., Mueller I., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. // Cytotherapy. 2006. — Vol. 8, № 4. -P. 315−317.
Erices A., Conget P., Minguell JJ. Mesenchymal progenitor cells in human umbilical cord blood. // Br J Hematol. 2000. — Vol. 109. — P. 235 242.
Ferrari G., Cusella-De Angelis G., Coletta M., et al. Muscle regeneration by bone marrow-derived myogenic progenitors, // Science. 1998. — Vol. 279.-P. 1528−1530.
Friedenstein A.J., Chailakhyan R.K., Latsinik N.V., et al. Stromal cells responsible for transferring the microenvironment of the hemopoietic tissues. Cloning in vitro and retransplantation in vivo. // Transplantation. -1974.-Vol. 17.-P. 331−340.
Friedenstein A.J., Gorskaja J.F., Kulagina N.N. Fibroblast precursors in normal and irradiated mouse hematopoietic organs. // Exp Hematol. 1976. -Vol. 4, № 5.-P. 267−274.
Friedenstein A.J., Piatetzky S., Petrakova K.V. Osteogenesis in transplants of bone marrow cells. // J Embryol Exp Morphol. 1966. — Vol. 16.-P. 381−390.
Fukuchi Y., Nakajima H., Sugiyama D. Human Placenta-Derived Cells Have Mesenchymal Stem/Progenitor Cell Potential. // Stem Cells. 2004. -Vol. 22.-P. 649−658.
Fukushima N., Ohkawa H. Hematopoietic stem cells and microenvironment: the proliferation and differentiation of stromal cells. // Crit Rev Oncol Hematol. 1995. — Vol. 20. — P. 255−270.
Galotto M., Berisso G., Delfino L., et al. Stromal damage as consequence of high-dose chemo/radiotherapy in bone marrow transplant recipients. // Exp Hematol.- 1999. -Vol. 27.-P. 1460−1466.
Gang E.J., Bosnakovski D., Figueiredo C.A., et al. SSEA-4 identifies mesenchymal stem cells from bone marrow. // Blood. 2007. — Vol. 109, № 4.-P. 1743−1751.
Glennie S., Soeiro I., Dyson D.J., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells induce division arrest anergy of activated T cells. // Blood. 2005. -Vol. 105.-P. 2821−2827.
Goshima J., Goldberg V.M., Caplan A.I. The origin of bone formed in composite grafts of porous calcium phosphate ceramic loaded with marrow cells. // Clin Orthop. 1991. — Vol. 269. — P. 274−283.
Gregory C.A., Gunn W.G., Peister A., Prockop D.J. An Alizarin red-based assay of mineralization by adherent cells in culture: comparison with cetylpyridinium chloride extraction. // Anal Biochem. — 2004. Vol. 329, -№ 1. — P. 77−84.
Gronthos S., Simmons P.J. The growth factor requirements of STRO- 1-positive human marrow stromal precursors under deprived conditions in vitro. // Blood. 1995. — Vol. 85. — P. 929−940.
Gronthos S., Simmons P.J., Graves S.E., et al. Integrin mediated interactions between human bone marrow stromal precursor cells and the extracellular matrix. // Bone. 2001. — Vol. 28, № 2. — P. 174−181.
Gronthos S., Zannettino A.C.W., Hay S.J., et al. Molecular and cellular characterisation of highly purified stromal stem cells derived from human bone marrow. // J Cell Sci. 2003. — Vol. 116. — P. 1827−1835.
Haynesworth S.E., Baber M.A., Caplan A.I. Cell surface antigens on human marrow-derived mesenchymal cells are detected by monoclonal antibodies. //Bone. 1992. — Vol. 13. — P. 69−80.
Haynesworth S.E., Baber M.A., Caplan A.I. Cytokine expression by human marrow-derived mesenchymal progenitor cells in vitro: Effects of dexamethasone and IL-1 alpha. // J Cell Physiol. 1996. — Vol. 166. — P. 585−592.
Hegde S., Pahne J., Smola-Hess S., et al. Novel immunosuppressive properties of interleukin-6 in dendritic cells: inhibition of NF-kappaB binding activity and CCR7 expression. // The Faseb Journal. 2004. — Vol. 18.-P. 1439−1441.
Hegner В., Weber M., Dragun D., et al. Differential regulation of smooth muscle markers in human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. // J Hypertens. 2005. — Vol. 23. — P. 1191−1202.
Hicok K.C., Thomas Т., Gori F., et al. Development and characterization of conditionally immortalized osteoblast precursor cell lines from human bone marrow stroma. // J Bone Miner Res. 1998. — Vol. 13. — P. 205−217.
Horwitz E.M., Proclcop D.J., Fitzpatrick L.A., et al: Transplantability and therapeutic effects of bone marrow-derived mesenchymal cells in children with osteogenesis imperfecta. // Nat Med. 1999. — V9I. 5. — P. 309−313.
Hwa Cho H., Bae Y.C., Jung J.S. Role of toll-like receptors on human adipose-derived stromal cells. // Stem Cells. 2006. — Vol. 24. — P. 27 442 752.
Iwata S., Sato Y., Asada M., et al. Antitumor activity of antizyme which targets the ornithine decarboxylase (ODC) required for cell growth and transformation. // Oncogene. 1999. — Vol. 18.-PI 165−172.
Jaiswal N., Haynesworth S.E., Caplan A.I., Bruder S.P. Osteogenic differentiation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells in vitro. // J Cell Biochem. 1997. — Vol. 64. — P. 295−312.
Joyner С J., Bennett A., Triffitt J.T. Identification and enrichment of human osteoprogenitor cells by using differentiation stage-specific monoclonal antibodies. // Bone. 1997. — Vol. 21, № 1. — P. 1−6.
Juan G., Darzynkiewicz Z. Cell cycle analysis by flow and laser scanning cytometry. // Cell Biol. 1998. — Vol. 1. — P: 261−274.
Kadiyala S., Young R.G., Thiede M.A., Bruder S.P. Culture expanded canine mesenchymal stem cells possess osteochondrogenic potential in vivo and in vitro. // Cell Transplant. 1997. — Vol. 6. — P. 125−134.
Kagawachi N., Kazuhiro Т., Nicodemou-Lena E., et al. De novo adipogenesis in mice at site of injection of basement membrane and basicfibroblasts growth factor. // Proc Natl Acad Sci USA. 1998. — Vol. 95. — P. 1062−1066.
Kataoka H., Urist M.R. Transplant of bone marrow- and musclederived connective tissue cultures in diffusion chambers for biossay of bone marrow morphogenetic protein. // Clin Orthop. 1993. — Vol. 286. — P. 262−270.
Kern S., Eichler H., Stoeve J., Kluter H., Bieback K. Comparative Analysis of Mesenchymal Stem Cells from Bone Marrow, Umbilical Cord Blood, or Adipose Tissue. // Stem Cells. 2006. — Vol. 24. — P. 1294−1301.
Kim H.J., Lee J.H., Kim S.H., et al. Therapeutic effects of human mesenchymal stem cells for traumatic brain injury in rats: secretion of neurotrophic factors and inhibition of apoptosis. // Journal of neurotrauma. — 2009. Online publication.
Klein A.K., Dyck J.A., Stitzel K.A., et al. Characterization of canine fetal lymphohematopoiesis: studies of CFU-GM, CFU-L, and CFU-F. // Exp Hematol. 1983. — Vol. 11. — P. 263−274.
Klein G. The extracellular matrix of the hematopoietic microenvironment. // Experientia. 1995. — Vol. 51. — P. 914−926.
Kocaoemer A., Kern S., Klueter H. Human AB-Serum as well as Thrombin-activated Platelet-Rich-Plasma are suitable alternatives to Fetal
Calf Serum for the Expansion of Mesenchymal Stem Cells from Adipose Tissue. 11 Stem Cells published online Jan 25, 2007.
Kopen G.C., Prockop D.J., Phinney D.G. Marrow stromal cells migrate throughout forebrain and cerebellum, and they differentiate into astrocytes after injection into neonatal mouse brains. // Proc Natl Acad Sci USA. -1999.-Vol. 96.-P. 10 711−10 716.
Kuznetsov S.A., Friedenstein A.J., Robey P.G. Factors required for bone marrow fibroblast colony formation in vitro. // Br J Haematol. 1997. -Vol. 97.-P. 561−570.
Kyriakou D.S., Alexandrakis M.G., Zachou K., et al. Hemopoietic progenitor cells and bone marrow stromal cells in patients with autoimmune hepatitis type 1 and primary biliary cirrhosis. // Journal of hepatology. -2003. Vol. 39, № 5. — P. 679−685.
Le Blanc K., Rasmusson I., Gotherstrom C., et al. Mesenchymal stem cells inhibit the expression of CD25 (interIeukin-2 receptor) and CD38 on phytohaemagglutinin-activated lymphocytes. // Scand J Immunol. 2004. -Vol. 60, № 3.-P. 307−315.
Le Blanc K., Rasmusson I., Sundberg В., et al. Treatment of severe acute graft-versus-host disease with third party haploidentical mesenchymal stem cells.//Lancet.-2004.-Vol. 363.-P. 1439−1441.
Le Blanc K., Samuelsson H., Gustafsson.', et al. Transplantation of mesenchymal stem cells to enhance engraftment of hematopoietic stem cells. //Leukemia.-2007.-Vol. 21.-P. 1733−1738.
Majumdar M.K., Thiede M.A., Mosca J.D., et al. Phenotypic and functional comparison of cultures of marrow-derived mesenchymal stemcells (MSCs) and stromal cells. 11J Cell Physiol. 1998. — Vol. 176. — P. 5766.
Mannello F., Gazzanelli G. Tissue inhibitors of metalloproteinases and programmed cell death: conundrums, controversies and potential implications. // Apoptosis. 2001. — Vol. 6. — P. 479−482.
Mannello F., Luchetti F., Falcieri E., et al. Multiple roles of matrix metalloproteinases during apoptosis. // Apoptosis. — 2005. Vol. 10. — P. 19−24.
Martinez C., Hofmann T.J., Marino R., et al. Human bone marrow mesenchymal stromal cells express the neural ganglioside GD2: a novel surface marker for the identification of MSCs. // Blood. 2007. — Vol. 109. -P. 4245−4248.
McMaster M.T., Librach C.L., Zhou Y., et al. Human placental HLA-G expression is restricted to differentiated cytotrophoblasts. // J Immunol. -1995. Vol. 154. — P. 3771−3778.
Meisel R., Zibert A., Laryea M., et al. Human bone marrow stromal cells inhibit allogeneic T-cell responses by indoleamine 2,3-dioxygenase— mediated tryptophan degradation. // Blood. 2004. — Vol. 103. — P. 46 194 621.
Mendes S.C., Robin C., Dzierzak E. Mesenchymal progenitor cells localize within hematopoietic sites throughout ontogeny. // Development. -2005.-Vol. 132.-P. 1127−1136.
Minguell J.J. Is hyaluronic acid the «organizer» of the extracellular matrix in marrow stroma? // Exp Hematol. 1993. — Vol. 21. — P. 7−8.
Minguell J.J., Erices A., Conget P. Mesenchymal stem cells. // Exp Biol Med. 2001. — Vol. 226. — P. 507−520.
Mitsiadis T.A., Barrandon O., Rochat A., et al. Stem cell niches in mammals. // Exp Cell Res. 2007. — Vol. 313. — P. 3377−3385.
Miyake K., Medina K.L., Hayashi S., et al. Monoclonal antibodies to Pgp-1/CD44 block lympho-hemopoiesis in long-term bone marrow cultures. // J Exp Med. 1990. — Vol. 171, № 2. — P. 477−488.
Muller I., Kordowich S., Holzwarth C., et al. Animal serum-free culture conditions for isolation and expansion of multipotent mesenchymal stromal cells from human BM. // Cytotherapy. 2006. — Vol. 8, № 5. — P. 437−444.
Muraglia A., Cancedda R., Quarto R. Clonal mesenchymal progenitors from human bone marrow differentiate in vitro according to a hierarchical model. //J Cell Sci. 2000. — Vol. 113.-P. 1161−1166.
Nagai Y., Garrett K.P., Ohta S., et al. Toll-like receptors on hematopoietic progenitor cells stimulate innate immune system replenishment. // Immunity. 2006. — Vol. 24. — P. 801−812.
Nauta A.J., Kruisselbrink A.B., Lurvink E., et al. Mesenchymal stem cells inhibit generation and function of both CD34±derived and monocyte-derived dendritic cells. // The Journal of Immunology. 2006. — Vol. 177. -P. 2080−2087.
Nelson A.R., Fingleton В., Rotherberg M.L., et al. Matrix metalloproteinases: biologic activity and clinical implication. // J Clin Oncol.-2000.-Vol. 18.-P. 1135−1149.
Noort W.A., Kruisselbrink A.B., in’t Anker P. S., et al. Mesenchymal stem cells promote engraftment of human umbilical cord blood-derived CD34 (+) cells in NOD/SCID mice. // Exp Hematol. 2002. — Vol. 30. — P. 870−878.
O’Donoghue К., Chan J., de la Fuente J., et al. Microchimerism in female bone marrow and bone decades after fetal mesenchymal stem-cell trafficking in pregnancy. // Lancet. 2004. — Vol. 364. — P. 179−182.
O’Donoghue K., Choolani M., Chan J., et al. Identification of fetal mesenchymal stem cells in maternal blood: implications for non-invasive prenatal diagnosis. // Mol Hum Reprod. 2003. — Vol. 9. — P. 497−502.
Ogura N., Kawada M., Chang W.J., et al. Differentiation of the human mesenchymal stem cells derived from bone marrow and enhancement of cell attachment by fibronectin. // J Oral Science. 2004. — Vol. 46, № 4. — P. 207−213.
Onishi S., Yasuda Т., Kitamura S., et al. Effect of Hypoxia on Gene Expression of Bone Marrow-Derived Mesenchymal Stem Cells and Mononuclear Cells. // Stem Cells. 2007. — Vol. 25. — P. 1166−1177.
Orkin S.H., Zon L.I. Hematopoiesis: an evolving paradigm for stem cell biology. // Cell. 2008. — Vol. 132. — P. 631−644.
Parr A.M., Tator C.H., Keating A. Bone marrow-derived mesenchymal stromal cells for the repair of central nervous system injury. // Bone Marrow Transplantation. 2007. — Vol. 40. — P. 609−619.
Pedemonte E., Benvenuto F., Casazza S., et al. The molecular signature of therapeutic mesenchymal stem cells exposes the architecture of the hematopoietic stem cell niche synapse. // BMC Genomics. 2007. — Vol. 8. P. 65.
Pereira R.F., Halford K.W., O’Hara M.D., et al. Cultured adherent cells from marrow can serve as long-lasting precursor cells for bone, cartilage, and lung in irradiated mice. // Proc Natl Acad Sci USA. 1995. — Vol. 92. -P. 4857−4861.
Pevsner-Fischer M., Morad V., Cohen-Sfady M., et al. Toll-like receptors and their ligands control mesenchymal stem cell functions. // Blood. 2007. -Vol. 109.-P. 1422−1432.
Phinney D.G., Kopen G., Righter W., et al. Donor variation in the growth propierties and osteogenic potential of human marrow stromal cells. // J Cell Biochem. 1999. — Vol. 75. — P. 424−436.
Pittenger M.F., Mackay A.M., Beck S.C., et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells. // Science. — 1999. Vol. 284. — P. 143−147.
Potten C.S. Cell cycles in cell hierarchies. // Int J Radiat Biol Relat Stud Phys Chem Med. 1986. — Vol. 49. — P. 257−278.
Proclcop DJ. Marrow stromal cells as stem cells for nonhematopoietic tissues. // Science. 1997. — Vol. 276, № 5309. — P.71−74.
Rao S.G., Dravid G. Expansion of haematopoietic stem cells in vitro: A challenge to stem cell biologists. // Indian J Exp Biol. 1999. — Vol. 37. — P. 1051−1052.
Rasmusson I., Ringden O., Sundberg В., Le Blanc K. Mesenchymal stem cells inhibit lymphocyte proliferation by mitogens and alloantigens by different mechanisms. // Experimental Cell Research. — 2005. Vol. 305, № l.-P. 33−41.
Reese J.S., Кос O.N., Gerson S.L. Human mesenchymal stem cells provide stromal support for efficient CD34+ transduction. // J Hematother Stem Cell Res. 1999. — Vol. 8. — P. 515−523.
Reyes M., Lund Т., Lenvik Т., et al. Purification and ex vivo expansion of postnatal human marrow mesodermal progenitor cells. // Blood. 2001. Vol. 98.-P. 2615−2625.
Richards M., Huibregtse B.A., Caplan A.I., Goulet J.A., Goldstein S.A. Marrow-derived progenitor cell injections enhance new bone formation during distraction. // J Orthop Res. 1999. — Vol. 17. — P. 900−908.
Rouas-Freiss N., Goncalves R.M., Menier C., et al. Direct evidence to support the role of HLA-G in protecting the fetus from maternal uterine natural killer cytolysis. // Proc Natl Acad Sci USA. 1997. — Vol. 94. — P. 11 520−11 525.
Roufosse C.A., Direkze N.C., Otto W.R., et al. Circulating mesenchymal stem cells. // Int J Biochem Cell Biol. 2004 — Vol. 36. — P. 585−597.
Ruiz C., Perez E., Garcia-Martmez O., et al. Expression of cytokines IL-4, IL-12, IL-15, IL-18, and IFN-y and modulation by different growth factors in cultured human osteoblast-like cells. // J. Bone Miner. Metab. -2007. Vol. 25, № 5. — P. 286−292.
Sacchetti В., Funari A., Michienzi S., et al. Selfrenewing osteoprogenitors in bone marrow sinusoids can organize a hematopoietic microenvironment. // Cell. 2007. — Vol. 131. — P. 324−336.
Santini S., Lapenta C., Logozzi M., et al. Type I Interferon as a powerful adjuvant for monocyte-derived dendritic cells development and activity in vitro and in HU-PBL-SCID mice // J. Exp. Med. 2000. — Vol. 191. — P. 1777−1788.
Sekiya I., Larson В., Smith J.R., et al. Expansion of human adult stem cells from bone marrow stroma: conditions that maximize the yields of earlyprogenitors and evaluate their quality. // Stem Cells. 2002. — Vol. 20. — P. 530−541.
Silva W.A., Covas D.T.,' Panepucci R.A., et al. The profile of gene expression of human marrow mesenchymal stem cells. // Stem Cells. 2003. -Vol. 21.-P. 661−669.
Simmons P. J., Torok-Storb B. Identification of stromal cell precursors in human bone marrow by a novel monoclonal antibody, Stro-1. // Blood. — 1991.-Vol. 78.-P. 55−62.
Sionov R.V., Yagel S., Har N.R., Gallily R. Trophoblasts protect the inner cell mass from macrophage destruction. // Biol. Reprod. 1993. — Vol. 49.-P. 588−595.
Steck E., Bertram H., Abel R., et al. Induction of invertebral disc-like cells from adult mesenchymal stem cells. // Stem Cells. 2005. — Vol. 23. — P. 403−411.
Stolzing A., Jones E., McGonagle D., et al. Age-related changes in human bone marrow-derived mesenchymal stem cells: Consequences for cell therapies. // Mech Ageing Dev. 2008. — Vol. 129, № 3. — P. 163−173.
Sugiura K., Hisha H., Ishikawa J., et al. Major histocompatibility complex restriction between hematopoietic stem cells and stromal cells in vitro. // Stem Cells. 2001. — Vol. 19. — P. 46−58.
Talens-Visconti R, Bonora A., Jover R. Hepatogenic differentiation of human mesenchymal stem cells from adipose tissue in comparison with bone marrow mesenchymal stem cells. // World J Gastroenterol. 2006. -Vol. 12, № 36. — P. 5834−5845.
Tomchuck S. L., Zwezdaryk K. J., Coffelt S. B. Toll-Like Receptors on Human Mesenchymal Stem Cells Drive Their Migration and Immunomodulating Responses. // Stem Cells. 2008. — Vol. 26. — P. 99 107.
Tsai M.S., Lee J.L., Chang Y.J., Hwang S.M. Isolation of human multipotent mesenchymal stem cells from second-trimester amniotic fluid using a novel two-stage culture protocol. // Hum Reprod. 2004. — Vol. 19. -P. 1450−1456.
Verfaillie C.M. // In: Hoffman R., Strauss M., Benz E.J.J., et al, eds. Hematology—Basic Principles and Practice. Anatomy and physiology of hematopoiesis. 3rd ed. Philadelphia: Churchill-Livingstone, 2000. P. 139 154.
Villaron E.M., Almeida J., Lopez-Holgado N., et al. Mesenchymal stem cells are present in peripheral blood and can engraft after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. // Haematologica. 2004. — Vol. 89. -P. 1421−1427.
Vogel W., Grunebach F., Messam C.A., et al. Heterogeneity among human bone marrow-derived mesenchymal stem cells and neural progenitor cells. II Haematologica. 2003. — Vol. 88. — P.126−133.
Vu Т.Н., Werb Z. Matrix metalloproteinases: effectors of development and normal physiology. I I Genes Dev. 2000. — Vol. 14. — P. 2123−2133.
Wagner W., Roderburg C., Wein G., et al. Molecular and Secretory Profiles of Human Mesenchymal Stromal Cells and Their Abilities to Maintain Primitive Hematopoietic Progenitors. // Stem Cells. — 2007. Vol. 25.-P. 2638−2647.
Wilson A., Trumpp A. Bone-marrow haematopoietic stem cell niches. // Nat Rev Immunol. 2006. — Vol. 6. — P. 93−106.
Wilson A., Oser G.M., Jaworski M., et al. Dormant and self-renewing hematopoietic stem cells and their niches. // Ann N Y Acad Sci. 2007. -Vol. 1106.-P. 64−75.
Wu X., Miyake K., Medina K.L., et al. Recognition of murine integrin beta 1 by a rat anti-stromal cell monoclonal antibody. // Hybridoma. 1994. -Vol. 13, № 5.-P. 409−416.
Yamazaki M., Nakajima F., Ogasawara A., et al. Spatial and temporal distribution of CD44 and osteopontin in fracture callus. // J Bone Joint Surg Br. 1999.-Vol. 81.-P. 508−515.
Young R.G., Butler D.L., Weber W., et al. Use of mesenchymal stem cells in a collagen matrix for Achilles tendon repair. // J Ortho Res. 1998. -Vol. 16.-P. 406−413.
Zappia E., Casazza S., Pedemonte E., et al. Mesenchymal stem cells ameliorate experimental autoimmune encephalomyelitis inducing T-cell anergy.//Blood.-2005.-Vol. 106.-P. 1755−1761.
Zhang Y., Adachi Y., Suzuki Y., et al. Simultaneous injection of bone marrow cells and stromal cells into bone marrow accelerates hematopoiesis in vivo. // Stem Cells. 2004. — Vol. 22. — P. 1256−1262.
Zuk P.A., Zhu M., Ashjian P., et al. Human adipose tissue is a source of multipotent stem cells. // Mol Biol Cell. 2002. — Vol. 13, № 12. — P. 42 794 295.
Zuk P.A., Zhu M., Mizuno H., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: Implications for cell-based therapies. // Tissue Eng. 2001. -Vol. 7.-P. 211−228.

Заполнить форму текущей работой