Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Состав жирных кислот и флуоресцирующих белков и их роль в акклиматизации у герматипных кораллов

Диссертация: Состав жирных кислот и флуоресцирующих белков и их роль в акклиматизации у герматипных кораллов
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Другой не менее важный механизм акклиматизации герматипных кораллов — это качественное и количественное варьирование содержания флуоресцирующих белков-пигментов коралла-хозяина. Установлено, что степень обесцвечивания симбиотических кораллов в естественной среде коррелирует с содержанием флуоресцирующих белков (Dove et al., 1995; Salih et al., 2001). Существуют две противоположные гипотезы о роли… Читать ещё >

Состав жирных кислот и флуоресцирующих белков и их роль в акклиматизации у герматипных кораллов (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ ф
  • Введение
  • ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Жирные кислоты как таксономические маркеры и их биосинтез в морских организмах
    • 1. 2. Изменение состава жирных кислот при акклиматизации к температуре и 10 освещенности
    • 1. 3. Состав жирных кислот герматипных кораллов
    • 1. 4. Передача липидов зооксантеллами кораллу
    • 1. 5. Роль жирных кислоты в акклиматизации кораллов 15 «1.6. Зеленый флуоресцирующий белок
    • 1. 7. Белки подобные зеленому флуоресцирующему белку
    • 1. 8. Белки подобные зеленому флуоресцирующему белку в герматипных кораллах
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ
    • 2. 1. Реактивы и вспомогательные материалы
    • 2. 2. Приборы и оборудование
    • 2. 3. Биологические объекты
    • 2. 4. Эксперименты
      • 2. 4. 1. Эксперимент по влиянию режима освещения на содержание жирных кислот ^ кораллов
      • 2. 4. 2. Эксперимент по влиянию режима освещения на интенсивность флуоресценции 24 флуоресцирующих белков
    • 2. 5. Аналитические и физико-химические методы
      • 2. 5. 1. Подготовка образцов и разделение клеток зооксантелл и тканей коралла
      • 2. 5. 2. Методы обработки лшшдного материала
        • 2. 5. 2. 1. Экстракция липидов
        • 2. 5. 2. 2. Приготовление метиловых эфиров жирных кислот
        • 2. 5. 2. 3. Газо-жидкостная хроматография и масс спектрометрия метиловых эфиров 27 жирных кислот ф 2.5.3. Статистический анализ содержания жирных кислот
      • 2. 5. 4. Измерение спектров возбуждения и эмиссии
      • 2. 5. 5. Подготовка образцов и электрофорез
      • 2. 5. 6. Измерение концентрации белка
      • 2. 5. 7. Регистрация спектров эмиссии флуоресцирующих белков кораллов и хлорофилла зооксантелл
        • 2. 5. 7. 1. Исследование продолжительности флуоресценции
        • 2. 5. 7. 2. Полипараметрический анализ эмиссионных спектров и индуктивно- 31 резонансного переноса энергии с использованием метода двойной интегральной свертки
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Состав жирных кислот клеток коралла-хозяина и зооксантелл
    • 3. 2. Влияние режима освещения на содержание жирных кислот коралла-хозяина и 36 зооксантелл
      • 3. 2. 1. Влияние режима освещения на содержание жирных кислот зооксантелл
      • 3. 2. 2. Влияние режима освещения на содержание жирных кислот коралла-хозяина
    • 3. 3. Влияние режима освещения на интенсивность флуоресценции флуоресцирующих 48 белков
    • 3. 4. Выделение флуоресцирующих белков
      • 3. 4. 1. Внешний вид кораллов в видимом и ультрафиолетовом свете
      • 3. 4. 2. Спектральные характеристики интактных кораллов
      • 3. 4. 3. Электрофорез флуоресцирующих белков
    • 3. 5. Полипараметрический анализ эмиссионных спектров флуоресцирующих белков 56 кораллов и хлорофилла зооксантелл
      • 3. 5. 1. Полипараметрическое разрешение спектров эмиссии флуоресцирующих белков кораллов и фотосистемы II зооксантелл
      • 3. 5. 2. Карты спектров возбуждения и эмиссии флуоресцирующих белков кораллов и 60 фотосистемы II зооксантелл
      • 3. 5. 3. Доказательства индуктивно-резонансного переноса энергии
  • ЗАКЛЮЧЕНИЕ
  • ВЫВОДЫ
  • СПИСОК ИСПОЛЬЗОВАННОЙ ЛИТЕРАТУРЫ
  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ БСА — бычий сывороточный альбумин ДИС — двойная интегральная свертка
  • ДСН-ПАГ — додецил сульфит натрия — полиакриламидный гель
  • ЗФБ — зеленый флуоресцирующий белок
  • ЖК — жирные кислоты
  • НЖК — насыщенные жирные кислоты
  • МНЖК — мононенасыщенные жирные кислоты
  • МЭЖК — метиловые эфиры жирные кислоты
  • ПНЖК — полиненасыщенные жирные кислоты
  • ХЛ — хлорофилл
  • ФАР — фотосинтетически активная радиация ИРПЭ — индуктивно резонансный перенос энергии ФБ — флуоресцирующий белок ФС II — фотосистема II СоА — Кофермент А
  • Ро — минимальная интенсивность флуоресценции Рш — максимальная интенсивность флуоресценции Ру — изменяющаяся интенсивность флуоресценции

К рифообразующим или герматипным кораллам (образующие биогермы — биогенные карбонатные постройки) относятся представители типа Coelenterata (кишечнополостные), в основном класса Anthozoa (кораллы), подкласса Hexocorallia (шестилучевые кораллы), отряда Scleractinia (истинные известковые кораллы). Широкое распространение герматипных кораллов в бедных питательными элементами тропических и субтропических водах стало возможным благодаря их симбиотическим взаимоотношениям с одноклеточными микроводорослями из отдела динофлагеллят — зооксантеллами (Титлянов, 1999).

Коралловые рифы, сформированные преимущественно герматипными кораллами, считаются наиболее разнообразными, сложными и продуктивными морскими экосистемами. Вследствие антропогенного воздействия на данный момент коралловые рифы оказались одной из наиболее уязвимых морских экосистем (Brown, 1997). Массовое обесцвечивание кораллов (утрата симбиотических водорослей и/или их пигментов) — один из основных показателей ухудшения состояния коралловых рифов (Van Woesik et al., 2001). Обесцвечивание кораллов происходит вследствие резкого изменения параметров окружающей среды, например, таких как мутность воды, освещенность и температура (Hoegh-Guldberg, 1999). В последние годы уделяется повышенное внимание механизмам акклиматизации — приспособительных изменений — симбиотических герматипных кораллов. Понимание данных процессов позволит предвидеть изменения состояния коралловых рифов в зависимости от меняющихся условий окружающей среды, и, возможно, сыграет свою роль в спасении некоторых из них от разрушения.

Обесцвечивание герматипных кораллов часто бывает обусловлено нарушением фотосинтетического аппарата симбиотических зооксантелл (Hoegh-Guldberg, 1999). При этом функционирование фотосинтетического аппарата в значительной степени зависит от состояния липидного матрикса тилакоидных мембран симбиотических микроводорослей, в которых он локализован. Такая связь между липидами и фотосистемами указывает на возможность регулирования фотосинтеза через изменение состава жирных кислот тилакоидных мембран (Mock, Koon, 2002). Освещенность и температура являются наиболее важными факторами среды, которые влияют не только на фотосинтетические процессы, но косвенно, через трофические взаимоотношения, они оказывают существенное влияние на содержание жирных кислот и коралла-хозяина. Поэтому важно изучать одновременно приспособительные изменения содержания жирных кислот в симбиотических микроводорослях и в коралле-хозяине.

В настоящее время известно ограниченное количество работ по составу жирных кислот в герматипных кораллах (Latyshev et al., 1991; Meyers, 1977; Yamashiro et al., 1999). Однако только в работе Бишопа и Кенрика (Bishop, Kenrick, 1980) был приведен состав жирных кислот симбиотических зооксантелл из рифообразующих кораллов, но в этом исследовании не определяли состав жирных кислот коралла-хозяина. Процессы изменения состава жирных кислот при акклиматизации герматипных кораллов на данный момент не исследованы.

Другой не менее важный механизм акклиматизации герматипных кораллов — это качественное и количественное варьирование содержания флуоресцирующих белков-пигментов коралла-хозяина. Установлено, что степень обесцвечивания симбиотических кораллов в естественной среде коррелирует с содержанием флуоресцирующих белков (Dove et al., 1995; Salih et al., 2001). Существуют две противоположные гипотезы о роли флуоресцирующих белков в жизнедеятельности герматипных кораллов. С одной стороны, эти белки рассматриваются как возможные фотопротекторы эндосимбиотических микроводорослей и тканей коралла-хозяина от излишнего видимого и ультрафиолетового излучения (Salih et al., 2000). С другой стороны, высказывается предположение, что флуоресцирующие белки поглощают свет в коротковолновой области спектра и излучают энергию с большими длинами волн, следовательно, обеспечивая симбиотические зооксантеллы дополнительным светом для фотосинтеза (Schlichter et al., 1994). Таким образом, однозначно роль флуоресцирующих белков в акклиматизации герматипных кораллов к изменениям освещенности не определена.

Целью настоящей работы было изучение состава и динамики жирных кислот и флуоресцирующих белков при акклиматизации симбиотических герматипных кораллов к изменениям освещенности. Для этого необходимо было решить следующие задачи:

1. Разработать метод разделения симбиотического сообщества «коралл-зооксантеллы» Montipora digitata на клетки зооксантелл и ткани коралла-хозяина.

2. Провести анализ и сравнить составы жирных кислот в тканях коралла-хозяина и в симбиотических микроводорослях в процессе акклиматизации у симбиотических кораллов, находящихся в различных условиях освещенности.

3. Исследовать состав и интенсивность флуоресценции флуоресцирующих белков кораллов при заданных режимах освещенности.

4. Определить спектральные характеристики и некоторые биохимические свойства флуоресцирующих белков из герматипных кораллов. Провести полипараметрический анализ с пикосекундным разрешением флуоресцентных спектров эмиссии флуоресцирующих белков и фотосинтетических пигментов зооксантелл в тканях кораллов in vivo.

5. Изучить индуктивно-резонансный Ферстеровский перенос энергии между флуоресцирующими белками герматипных кораллов.

ВЫВОДЫ.

1. Впервые изучен состав жирных кислот тканей герматипного коралла Montipora digitata и его симбиотических микроводорслей (зооксантелл). Состав жирных кислот коралла и зооксантелл подобныих основное отличие заключается в большем количестве полиненасыщенных жирных кислот в клетках симбиотических зооксантелл. Присутствие в тканях коралла жирных кислот, специфичных для отдела, к которому относятся зооксантеллы (дино флагеллят) дает основание считать, что зооксантеллы поставляют кораллу-хозяину полиненасыщенные жирные кислоты.

2. Показана динамика изменения содержания жирных кислот в коралле Montipora digitata и в зооксантелл ах в процессе акклиматизации к измененной освещенности и повышению температуры. Снижение содержания полиненасыщенных жирных кислот у симбионтов происходило в направлении, способствующему сохранению структурной целостности и физиологических функций мембран в процессе повышения температуры и интенсивности освещения.

3. Разработан метод для количественного и качественного анализа интенсивно флюоресцирующих белков в кораллах, который позволяет разделять флуоресцирующие белки и определять их содержание.

4. Изучены закономерности флуоресценции интенсивно флюоресцирующих белков в кораллах Acropora aspera, A. nasuta, A. secale и A. tenuis.

5. Впервые проведен полипараметрический анализ в пикосекундном разрешении флуоресцентной эмиссии кораллов Acropora digitifera, A. nasuta и Plesiastrea versipora во времени и по длинам волн. Угасание эмиссии флюоресцирующих белков происходило в течение 1900 — 2800 пС после возбуждения.

6. Показан индуктивно-резонансный перенос энергии с группы голубых интенсивно флюоресцирующих белков на зеленые интенсивно флюоресцирующие белки в кораллах. Продолжительность переноса составила 100 — 200 пС.

7. Полученные характеристики интенсивно флюоресцирующих белков показывают, что данные белки не играют значительной роли в возбуждении хлорофилла симбиотических водорослей. Можно предположить, что интенсивно флюоресцирующие белки в кораллах являются защитными веществами для фотосистемы П зооксантелл и тканей коралла от избытка видимого и ультрафиолетового света. Таким образом, выявленные изменения в составе жирных кислот и особенности флуоресцентных белков можно расценивать как приспособительные реакции симбиотических кораллов в условиях изменившихся температуры и освещенности.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Из симбиотического сообщества «коралл-зооксантеялы» МогШрога выделены клетки зооксантелл и ткани коралла-хозяина. Проведено сравнение состава жирных кислот собственно коралла и эндосимбиотических динофлагеллят (зооксантелл). В зооксантелл ах преобладали жирные кислоты 16:0, 18: Зоо6, 18:1(c)9, 18:0, 18:4юЗ, 16:1, 22:6озЗ и 20:5<вЗ, в то время как в тканях коралла-хозяина отмечено наибольшее содержание следующих жирных кислот: 16:0,16:1,18:0,18:1со9,18:Зсо6,22:4ю6 и 20:4со6. Основное различие между составом жирных кислот у клеток хозяина и у симбиотических водорослей заключалось в большем содержании полиненасыщенных жирных кислот в зооксантелл ах. Присутствие в тканях коралла жирных кислот, специфичных для динофлагеллят (18:4юЗ, 22:5соЗ и 22:6соЗ), является доказательством более значимой функции симбиотических водорослей в кораллах, поскольку ранее считалось, что зооксантеллы обеспечивают хозяина только насыщенными жирными кислотами. Полученные данные позволяют сделать вывод, что зооксантеллы поставляют кораллу-хозяину и полиненасыщенные жирные кислоты.

Жирные кислоты играют ключевую роль в процессах акклиматизации. Тем не менее, на них часто не обращают должного внимания при изучении влияния стрессовых условий среды на кораллы. Мы изучили влияние различных интенсивностей освещенности и повышения температуры на состав жирных кислот коралла-хозяина и его симбиотических водорослей — зооксантелл. В ходе эксперимента мы поместили ветви коралла МогШрога Ш? Ша в условия освещенности 7, 30 и 95% фотосингетически активной радиации (ФАР) и наблюдали за изменениями в течение 35 дней на фоне повышения температуры. Изменение интенсивности освещенности и температуры значительно повлияли на содержание жирных кислот в коралле-хозяине и зооксантелл ах. Например, низкая освещенность (7% ФАР), приводящая к уменьшению скорости фотосинтетического процесса, вызвала снижение содержания жирных кислот 18:1 <�"9 и 18:2<о6 в зооксантелл ах. В этих условиях в коралле-хозяине наблюдается понижение содержания жирной кислоты 18: Зсо6, для которой 18:2со6 является предшественником. Подобную закономерность взаимосвязи состава жирных кислот симбиотических водорослей и коралла отмечали и для изменений содержания жирной кислоты 22:6<аЗ, являющейся маркером динофлагеллят.

Регулирование состава жирных кислот у обоих симбионтов происходило в основном благодаря изменению содержания полиненасыщенных кислот. Снижение содержания полиненасыщенных жирных кислот симбионтами происходило в направлении способствующему сохранению структурной целостности и физиологических функций мембран в процессе повышения температуры и интенсивности освещения.

Нами выявлено, что смена режима освещенности приводит также к изменениям интенсивности флуоресценции флуоресцирующих белков в кораллах. Однако интенсивность флуоресценции не позволяла судить о количестве флуоресцирующих белков, что инициировало наши исследования, направленные на более детальное изучение спектральных характеристик кораллов и разработку метода количественной оценки флуоресцирующих белков в герматипных кораллах.

Изучены спектральные характеристики кораллов Acropora tenuis, A. nasuta, A. secale и А. aspera, каждый из которых показал интенсивную флуоресценцию под воздействием ультрафиолетового света. Максимальную эмиссию флуоресценции от интактных кораллов наблюдали при 517, 482, 484, и 514 нм в A. tenuis, A. nasuta, A. secale и A. aspera, соответственно. Для разделения флуоресцирующих белков применили метод ДСН-ПАГ электрофореза к водорастворимой свободной от клеток фракции кораллов. Во всех исследованных акропоридах выявлены зеленые интенсивно флуоресцирующие белки, при этом их молекулярная масса и количество в разных кораллах значительно различались. В дополнение к зеленому белку у A. aspera выявлено два оранжевых флуоресцирующих белка. Основные пики возбуждения и эмиссии оранжевых флуоресцирующих белков были аналогичны, однако они имели разный молекулярный вес и спектральный контур.

Мы использовали спектрограф Hamamatsu, оснащенный пульсирующим синим лазерным диодом (50 пС, 405 нм), для полипараметрического анализа спектров флуоресценции и кинетики флуоресцирующих белков и хлорофилла зооксантелл. Основные флуоресцирующие белки излучали свет в синей, сине-зеленой и зеленой областях спектра, при этом каждый вид кораллов имел разную окраску и спектральные характеристики. У всех кораллов отмечали затухания синей и соответствующие увеличения компонентов зеленой эмиссии, указывающие на Ферстеровский индуктивно-резонансный перенос энергии (ИРПЭ) между группами флуоресцирующих белков. Перенос энергии происходил в течение 250 пС, и основное затухание флуоресцирующего белка акцептора обычно составляло 1900 — 2800 пС. Спектры и кинетика эмиссии симбиотических зооксантелл из всех изученных нами видов кораллов оказались одинаковы: с пиком эмиссии 683 нм в основном от хлорофилла фотосистемы П. Возбуждение эмиссии хлорофилла фотосистемы II по времени сходно с эмиссией флуоресцирующих белков, но характеризовалось более быстрым затуханием, примерно 640 — 760 пС. Сопоставление кинетики и возбуждения флуоресценции с эмиссией показало, что эмиссия флуоресцирующих белков играла незначительную роль в возбуждении хлорофилла зооксантелл. Таким образом, мы полагаем, что флуоресцирующие белки могли играть роль косвенно в абсорбции, экранировании и рассеивании излишнего видимого и ультрафиолетового света для защиты фотосистемы II зооксантелл и.

Показать весь текст

Список литературы

  1. ., Брей Д., Льюис Д., Рэфф М., Роберте К., Уотсон Д. Молекулярная биология клепси. Москва: Мир, 1986.313 с.
  2. Ю.А., Гордеева А. В., Фрадков А. Ф. Флуоресцирующие и цветные белки // Природа 2003. Т. 3. № 3. С. 69−78.
  3. Э.А. Зооксантеллы в герматипных кораллах: жизненная стратегия. Владивосток: Дальнаука, 1999. 61 с.
  4. Ackman R.G., Tocher C.S., Mclachlan J. Marine phytoplankton fatty acids // J. Fish. Res. Board Can. 1968. V. 25. P. 1603−1620.
  5. Alcala J.R., Gratton E., Prendergrast F.G. Fluorescence life distributions in proteins // Biophys. J. 1987a. V. 51. P. 597−604.
  6. Alcala J.R., Gratton E., Prendergrast F.G. Resolvability of fluorescence life distributions using phase fluorometry // Biophys. 1987b. V. 51. P. 587−596.
  7. Allakhverdiev S.I., Kinoshita M., Inaba M., Suzuki I., Murata N. Unsaturated fatty acids in membrane lipids protect the photosynthetic machinery against salt-induced damage in Synechococcus И Plant. Physiol. 2001. V. 125. P. 1842−1853.
  8. Al-Moghrabi S., Allemand D., Couret J.M. Fatty acids of the scleractinian coral Galaxea fascicularis: effect of light and feeding // Сотр. Physiol. В 1995. V.165. P. 183 192.
  9. Baker A.C. Flexibility and specificity in coral-algal symbiosis: diversity, ecology, and biogeography of Symbiodinium II Annu. Rev. Ecol. Evol. Syst. 2003. V. 34. P. 661−689.
  10. Barnes D.J., Chalker B.E. Calcification and photosynthesis in reef-building corals and algae // In: Ecosystems of the world Coral Reefs. Elsevier. 1990. P. 109−132.
  11. Battey J.F., Patton J.S. A reevaluation of the role of glycerol in carbon translocation in zooxanthellae-coelenterate symbiosis//Mar. Biol. 1984. V. 79. P. 27−38.
  12. Bhagooli R., Hidaka M. Comparison of stress susceptibility of in hospite and isolated zooxanthellae among five coral species // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 2003. V. 4153. P. 1−17.
  13. Bishop D.G., Kenrick J.K. Fatty acids composition of symbiotic zooxanthellae in relation to their hosts // Lipids 1980. V. 15. P. 799−804.
  14. Bligh E.G., Dyer WJ. A rapid method of total lipid extraction and purification // Can. J. Bioch. Physiol. 1959. V. 37. P. 911−917.
  15. Borgeson C.E., Kurtti T.J., Munderloh U.G., Blomquist G.J. Insect tissues, not microorganisms, produce linoleic-acid in the house cricket and the american cockroach // Experientia 1991. V. 47. P. 238−241.
  16. Boutaud O., Brash A.R. Purification and catalytic activities of the two domains of the aliene oxide synthase-lipoxygenase fusion protein of the coral Plexaura homomalla II J. Biol. Chem. 1999. V. 247. P. 33 764−33 770.
  17. Brown B.E. Adaptations of reef corals to physical environmental stress // Advan. In Mar. Biol. 1997. V. 31. P. 221−299.
  18. Carlson B.A. Organism responses to rapid change what aquaria tell us about nature // Am. Zool. 1999. V. 39. P. 44−55.
  19. Catala R.L. Effets de fluorescence provoquee sur les coreaux par l’action des rayons ultravioletes // Comptes. Rendus. Acad. Sci. Paris 1958. V. 247. P. 1678−1679.
  20. Chalfie M., Tu Y., Euskirchen G., Ward W.W., Prasher D.C. Green fluorescent protein as a marker for gene expression // Science 1994. V. 263. P. 802 805.
  21. Chattoraj M., King B.A., Bublitz G.U., Boxer S.G. Ultrafast excited state dynamics In green fluorescent protein: multiple states and proton transfer // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996. V. 93. P. 8362−8367.
  22. Chuecas L., Riley J.P. Component fatty acids of the total lipids of some marine phytoplankton // J. Mar. Biol. Assoc. UK 1969. V. 49. P. 97−116.
  23. Connor W.E., Neuringer M. The effects of n-3 fatty acids deficiency and repletion upon the fatty acid composition and function of the brain and retina // Prog. Clin. Biol. Res. 1988. V. 282. P. 275−294.
  24. Conway N., Capuzzo J.M. Incorporation and utilisation of bacterial lipids in the Solemya velum symbiosis // Mar. Biol. 1991. V. 108. P. 277−291.
  25. Cubitt A.B., Heim R., Adams S.R., Boyd A.E., Gross L.A., Tsien R.Y. Understanding, improving and using green fluorescent proteins // Trends Biochem. Sci. 1995. V. 20. P. 448−455.
  26. DeLong E.F., Yayanos A.A. Biochemical function and ecological significance of novel bacterial lipids in deep-sea procaryotes // Applied and Env. Microbiol. 1986. V. 51. P. 730−737.
  27. Denwick P.M. The acetate pathway: fatty acids and polyketides // In: Medicinal natural products. John Wiley and Sons Publ, New York, 1997. P. 1022−1032.
  28. Dove S.G., Takabayashi M., Hoegh-Guldberg O. Isolation and partial characterization of the pink and blue pigments of Pocilloporid and Acroporid corals // Biol. Bull. 1995. V. 189. P. 288−297.
  29. Dove S.G., Hoegh-Guldberg O., Ranganathan S. Major colour patterns of reef-building corals are due to a family of GFP-like proteins // Coral Reefs 2001. V. 19. P. 197— 204.
  30. Draper N.R., Smith H. Applied regression analysis. Wiley and Sons Inc., New York, USA, 1998.
  31. Dubinsky Z., Falkowski P.G., Porter J.W., Muscatine L. Absorption and utilization of radiant energy by light- and shade-adapted colonies of the hermatypic coral Stylophora pistillata I I Proc. R. Soc. Lond. B 1984. V. 222. P. 203−214.
  32. Domotor S.L., D’Elia C.F. Cell-size distributions of zooxanthellae in culture and symbiosis // Biol. Bull. 1986. V. 170. P. 519−525.
  33. Duerden J.E. West Indian Madreporarian polyps // Mem. Nat. Acad. Sci. Washington 1902. V. VIII. P. 399−648.
  34. Fitt W.K., Brown B.E., Warner M.E., Dunne R.P. Coral bleaching interpretation of thermal tolerance limits and thermal thresholds in tropical corals // Coral Reefs 2001. V. 20. P. 51−65.
  35. Fitt W.K., Warner M.E. Bleaching patterns of four species of Caribbean reef corals // Biol. Bull. 1995. V. 189. P. 298−307.
  36. Frauenfelder H.A., Parak F., Young R.D. Conformational substrates in proteins // Annu. Rev. Biophys. Chem. 1988. V. 174. P.51−79.
  37. Frauenfelder H.A., Leeson D.T. The energy landscape in non-biological and biological molecules // Nat. Struct. Biol. 1998. V. 5. P. 757−759.
  38. Gilmore A.M., Ball M.C. Protection and storage of chlorophyll in over wintering evergreens // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2000. V. 97. P. 11 098−11 101.
  39. Gilmore A.M., Itoh S., Govindjee M. Global spectral-kinetic analysis of room temperature chlorophyll a fluorescence from light-harvesting mutants of barley // Phil. Trans. R. Soc. Land. B 2000. V. 355. P. 1371−1384.
  40. Gilmore A.M., Yamamoto H.Y. Tune-resolution of the antheraxanth- and ApH-dependent chlorophyll a fluorescence components associated with photosystem II energy dissipation in Mantoniella squamata II Photochem. Photobiol. 2001. V. 74. P. 291−302.
  41. Glynn P.W. Coral reef bleaching: ecological perspectives // Coral Reefs 1993. V. 12. P. 1−17.
  42. Govindjee M., Van de Ven C., Preston M., Seibert M., Gratton E. Chlorophyll a fluorescence life distributions in open and closed photosystem II reaction center preparations// Biochim. Biophys. Acta 1990. V. 1015. P. 173−179.
  43. Graeve M., Kattner G., Hagen W. Diet-induced changes in the fatty acid composition of Arctic herbivorous copepods: Experimental evidence of trophic markers // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 1994. V. 182. P. 97−110.
  44. Grant A. J., Remond M., People J., Hinde R. Effect of host-tissue homogenate of the scleractinian coral Plesiastrea versipora on glycerol metabolism in isolated symbiotic dinoflagellates // Mar. Biol. 1997. V. 128. P. 665−670.
  45. Grant A.J., Remond H.R. Low molecular-weight factor from Plesiastrea versipora (Scleractinia) that modifies release and glycerol metabolism of isolated symbiotic algae 11 Mar. Biol. 1998. V. 130. P. 553−557.
  46. Harland A.D., Spencer Davies P., Fixter L.M. Lipid content of some Caribbean corals in relation to depth and light // Mar. Biol. 1992. V. 113. P. 357−361.
  47. Harland A.D., Navarro J.C., Spencer Davies P., Fixter L.M. Lipids of some Caribbean and Red Sea corals: total lipid, wax esters, triglycerides and fatty acids // Mar. Biol. 1993. V. 117. P. 113−117.
  48. Harrington G.W., Beach D.H., Dunham J.E., Holz G.G. The polyunsaturated fatty acids of marine dinoflagellates // J. Protozool. 1970. V. 17. P. 213−219.
  49. Harwood J.L. Fatty acid metabolism // Ann. Rev. of Plant Phys. and Plant Mol. Biol. 1988. V. 39. P. 101−138.
  50. Hecks B, Wilhelm C., Tnssl H.W. Functional organization of the photosynthetic apparatus of the primitive alga Mantomella squamata II Biochim. Biophys. Acta 1996. V. 121. P. 21−30.
  51. Hoegh-Guldberg O. Climate change, coral bleaching and the future of the world’s coral reefs // Mar. Freshwater Res. 1999. V. 50. P. 839 866.
  52. Hoek C., Mann D.G., Jahns H.M. Algae. An introduction to phycology. Cambridge university press, Cambridge, 1995. pp. 263.
  53. Hulbert A.J. Life, death and membrane bilayers // J. Exper. Biol. 2003. V. 206. P. 2303−2311.
  54. Ikehara N., Isa Y., Yamazato K. The separation of photosynthetically active zooxanthellae from a coral, Euphyllia glabrescens (Chamisso and Eysenhardt) // Sesoko Mar. Sci. Lab. Tech. Rep. 1981. V. 8. P. 1−5.
  55. Ikeuchi M., Inoue Y. A new 4.8-K^a polypeptide intrinsic to the PS II reaction center, as revealed by modified SDS-PAGE with improved resolution of low-molecular-weight proteins // Plant. Cell. Physiol. 1988. V. 29. P. 1233 1239.
  56. Imbs A.B., Vologotskaya A.V., Nevshupova N.V., Khotimchenko S.V., Thlyanov E.A. Response of prostaglandin content in the red alga Gracilaria verrucosa to season and solar irradiance // Phytochem. 2001. V. 58. P. 1076−1072.
  57. Inouye S., Tsuji F.I. Evidence for redox forms of the Aequorea green fluorescent protein // FEBS Lett. 1994. V. 351. P. 211 214.
  58. Ishikura M., Adachi K., Maruyama T. Zooxanthellae release glucose in the tissue of a giant clam, Tridacna crocea II Mar. Biol. 1999. V. 133. P. 665−673.
  59. Ito M.K., Simpson K.L. The biosynthesis of o>3 fatty acids from 18:2to3 in Artemia spp // Comp. Biochem. Physiol. 1996. V. 115B. P. 69−76.
  60. Jeffcoat N., James T. The regulation of desaturation and elongation of fatty acids in mammals // In: Fatty Acid Metabolism and Its Regulation (ed: Noma S. Elsivier) 1984. P. 10−25.
  61. Johnson F.H., Shinomura O., Saiga Y., Gershman L.C., Reynolds G.T., Waters J.R. Quantum efficiency of Cypridina luminescence, with a note on that of Aequorea // J. Cell. Comp. Physiol. 1962. V. 60. P. 85−104.
  62. Johannes R.E., Weibe W.J. A method for determination of coral tissue biomass and composition // Limnol. Oceanogr. 1970. V. 21. P. 540−547.
  63. Jones R.J., Hoegh-Guldberg O., Larkum A.W.D., Schreiber U. Temperature-induced bleaching of corals begins with impairment of the CO2 fixation mechanism in zooxanthellae // Plant. Cell Environ. 1998. V. 21. P. 1219−1230.
  64. Kaether C., Gerdes H. Visualisation of protein transport along the secretary pathway using green fluorescent protein // FEBS Lett. 1995. V. 369. P. 267−271.
  65. Kawaguti S. On the physiology of reef corals. VI. Study on the pigments // Palao Trop. Biol. Stat. Stud. 1944. V. 2 P. 617−673.
  66. Kawaguti S. Electron microscopy on the fluorescent green of reef corals with a note on mucous cells // Biol. J. Okayama Univ. 1966. V. 12. P. 69−80.
  67. Kawaguti S. Effect of the green fluorescent pigment on the productivity of the reef corals // Micronesica S 1969. V. 5. P. 313.
  68. Kayama M., Araki S., Sato S. Lipids of marine plants // In Ackman R.G. (ed) Marine biogenic lipids, fats, and oils. 1989. V. 2. P. 3−48.
  69. Kellogg R.B., Patton S. Lipid droplets, medium of energy exchange in the symbiotic anemone Condylactis gigantea: a model coral polyp // Mar. Biol. 1983. V. 75. P. 134−149.
  70. Kis M., Zsiros O., Farkas T., Wada H., Nagy F., Gombos Z. Light-induced expression of fatty acid desaturase genes // Proc. Nat. Acad. Sci. USA 1998. V. 95. P. 42 094 214.
  71. Koon Tan C., Johns M.R. Fatty acid production by heterotrophic Chlorella saccharophyla // Hydrobiol. 1991. V. 215. P. 13−19.
  72. Kostal V., Simek P. Changes in fatty acid composition of phospholipids and triacylglycerols after cold-acclimation of an aestivating insect prepupa // J. Comp. Physiol. B 1998. V. 168. P. 453−460.
  73. Knowlton N. The future of coral reefs // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001. V. 98. P. 5419−5425.
  74. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 // Nature 1970. V. 227. P. 680−685.
  75. Labas Y.A., Gurskaya N.G., Yanushevich Y.G., Fradkov A.F., Lukyanov K.A., Lukyanov S.A., Matz M.V. Diversity and evolution of the green fluorescent protein family // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2002. V. 99. P. 4256−4261.
  76. Latyshev N.A., Naumenko N.V., Svetashev V.I., Latypov Y.Y. Fatty acids of reef-building corals // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1991. V. 76. P. 295−301.
  77. Lee R.F. Lipids of zooplankton from Bute Inlet, British Columbia // J. Fish. Res. Bd. Can. 1974. V.31. P.1577−1582.
  78. Lee R.F., Nevenzel J.C., Paenho G.A. Importance of wax esters and other lipids in the marine food chain: phytoplankton and copepods // Mar. Biol. 1971. V. 9. P. 99−108.
  79. Lesser M.P. Depth-dependent photoacclimatization to solar ultraviolet radiation in the Caribbean coral Montastrea faveolata II Mar. Ecol. Prog. Ser. 2000. V. 192. P. 137−151.
  80. Logan A., Halcrow K., Tomascik T. UV Excitation-fluorescence in polyp tissue of certain scleractinian corals from Barbados and Bermuda // Bui. Mar. Sci. 1990. V. 46. P. 807−813.
  81. Lounis B.J., Deich F.I., Rosell S.G., Boxer W., Moemer E. Photophysics of DsRed a red fluorescent protein from the ensemble to the single-molecule level // J. Phys. Chem. B 2001. V. 105. P. 5048−5054.
  82. Loya Y., Sakai K., Yamazato, K., Nakano Y., Sambali H., Van Woesik R. Coral bleaching: the winners and the losers // Ecol. Lett. 2001. V. 4. P. 122−131.
  83. Lukyanov K.A., Fradkov A.F., Gurskaya N.G., Matz M.V. Natural animal coloration can be determined by a nonfluorescent GFP homolog // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 25 879−25 882.
  84. Lovern J.A. The lipids of marine organisms // Oceanogr. Mar. Biol. Anu. Rev. 1964. V. 2. P. 169−191.
  85. Marsh Y.A. Primary productivity of reef-building calcareous and red algae // Ecology 1970. V. 55. P. 225−263.
  86. Matz M.V., Fradkov A.F., Labas Y.A., Savitsky A.P., Zaraisky A.G., Markelov M.L., Lukyanov S.A. Fluorescent proteins from nonbioluminescent Anthozoa species // Nature biotech. 1999. V. 17. P. 969−973.
  87. Mazel C.H. Spectral measurements of fluorescence emission in Caribbean cnidarians // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1995. V. 120. P. 185−191.
  88. Meyers P.A. Fatty acids and hydrocarbons of Caribbean corals // In: Proc 3d Int. Coral Reef Symp. Florida. USA 1977. P. 529−536.
  89. Meyers P. A., Porter J.W. Chad R.L. Depth analysis of fatty acids in two Caribbean reef corals // Mar. Biol. 1978. V. 49. P. 192−202.
  90. Meyers P.A. Polyunsaturated fatty acids in coral: indicators of nutritional sources // Mar. Biol. Lett. 1979. V. 1. P. 69−75.
  91. Meziane T., Tsuchiya M. Fatty acids as tracers of organic matter in the sediment and food web of a mangrove/intertidal flat ecosystem, Okinawa, Japan // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2000. V. 200. P. 49−57.
  92. Mock T., Kroon B.M.A. Photosynthetic energy conversion under extreme conditions II: the significance of lipids under light limited growth in Arctic sea ice diatoms // Phytochem. 2002. V. 61. P. 53−60.
  93. Morin J.G., Hastings J.W. Energy transfer in a bio luminescent system // J. Cell. Physiol. 1977. V. 77. P. 313−318.
  94. Morise J.G., Shinomura O., Johnson F.H., Winant J. Intermolecular energy transfer in the bio luminescent system ofAequorea II Biochem. 1974. V. 13. P. 2656−2662.
  95. Muller-Parker G., D’Elia C.F. Interactions between corals and their symbiotic algae // In: Life and death of coral reefs. Chapman Hall Publ. 1997. P. 3−17.
  96. Muller-Parker G., McCloskey L.R., Hoegh-Guldberg O., McAuley P.J. Effect of ammonium enrichment on animal and algal biomass of the coral PociUopora damicornis II Pac. Sci. 1994. V. 48. P. 273−283.
  97. Murata N., Wada H. Acyl-lipid desaturases and their importance in the tolerance and acclimatization to cold of cyanobacteria // Biochem. J. 1995. V. 308. P. 1−8.
  98. Muscatine L. Glycerol excretion by symbiotic algae from corals and Tridacna and its control by the host // Science 1967. V. 156. P. 516−519.
  99. Muscatine L., Gates R.D., La Fontaine I. Do symbiotic dinoflagellates secrete lipid droplets?//Limnol. Oceanogr. 1994. V. 39. P. 925−929.
  100. Myers M.R., Hardy J.T., Mazel C.H., Dustan P. Optical spectra and pigmentation of Caribbean reef corals and macroalgae // Coral Reefs 1999. V. 18. P. 179−186.
  101. Nakamura T., Van Woesik R. Water-flow rates and passive diffusion partially explain differential survival of corals during the 1998 bleaching event // Mar. Ecol. Prog. Ser. 2001. V. 212. P. 301−304.
  102. Nicholos P.D., Jones G.J., Leeuw J.W., Johns R.B. The fatty acid and sterol composition of two marine dinoflagellates // Phytochem. 1984. V. 23. P. 1043−1047.
  103. Ormo M., Cubbit A.B., Kallio K., Gross L.A., Tsin R.Y., Reminington S.J. Crystal structure of the Aequorea victoria green fluorescent protein // Science 1996. V. 273. P. 1392−1395.
  104. Patton J.S., Abraham S., Benson A.A. Lipogenesis in the intact coral Pocillopora capitata and its isolated zooxanthellae: evidence for a light-driven carbon cycle between symbiont and host // Mar. Biol. 1977. V. 44. P. 235−244.
  105. Patton J.S., Burns J.E. Lipid synthesis and extrusion by freshly isolated zooxanthellae (symbiotic algae) // Mar. Biol. 1983. V. 75. P. 131−136.
  106. Pohl P., Zurheide F. Fatty acids and lipids of marine algae and the control of their biosynthesis by environmental factors. // In: Hoppe HA, Levring T, Tanaka Y (eds) Marine algae in pharmaceutical science. Gruyter, Berlin, 1979. P. 473−523.
  107. Prasher D., Eckenrode V., Ward W., Prendergast F., Cormier M. Primary structure of Aequorea victoria green-fluorescent protein // Gene 1992. V. 111. P. 229−233.
  108. Quinn P.J., Williams W.P. Environmentally induced changes in chloroplast and their effects on photosynthetic function // In: Photosynthetic mechanisms and environment. Elsevier. Amsterdam 1985. P. 4−56.
  109. Radwan S.S., Shaaban A.S., Gebreel H.M. Arachidonic acid in the lipids of marine algae maintained under blue, white and red light // Z. Naturforsch. 1988. V. 43. P. 15−18.
  110. Ralph P.J., Gademann R., Larkum A.W.D., Schreiber U. In situ underwater measurements of photosynthctic activity of coral zooxanthellae and other reef-dwelling dinoflagellate endosymbionts//Mar. Ecol. Prog. Ser. 1999. V. 180. P. 139−147.
  111. Ratledge C. Single cell oils have they a biotechnological future? // Trends in Biotechnology 1993. V. 11. P. 278−284.
  112. Reuss N., Poulsen L.K. Evaluation of fatty acids as biomarkers for natural plankton community. A field study of a spring bloom and a post bloom period of West Greenland // Mar. Biol. 2002. V. 141. P. 423−434.
  113. Ritchie R.J., Eltringham K., Hinde R. Glycerol uptake by zooxanthellae of the temperate hard coral, Plesiastrea versipora (Lamarck) // Proc. R. Soc. Lond. B 1993. V. 253. P. 189−195.
  114. Sargent J.R. The structure, metabolism and unction of lipids in marine organisms // In: Biochemical and biophysical perspectives in marine biology. Malins D.C., Sargent J.R. (ed.) Academic Press, New York, 1976. V. 3. P. 149−212.
  115. Sargent J.R., Parkes R.J., Mueller-Harvey I., Henderson R.J. Lipid biomarkers in Lipid ecology // In: Sleigh M.A. (ed) Microbes in the sea. Harwood, Chichester. 1987. P. 119−138.
  116. Sargent J., Bell G., McEvoy L., Tocher D., Estevez A. Recent developments in the essential fatty acid nutrition of fish // Aquaculture 1999. V. 177. P. 191−199.
  117. Salih A. Mechanisms of light and temperature-induced bleaching of corals and the sunscreening role of their fluorescent pigments // Ph.D. dissertation, University of Sydney, Sydney, Australia, 2000, 189 p.
  118. Salih A., Larkum A., Cox G., Kuhl M., Hoegh-Guldberg O. Fluorescent pigments in corals are photoprotective // Nature 2000. V. 408. P. 850−853.
  119. Sasaki Y., Kozaki A., Hatano M. Link between light and fatty acid synthesis: Thioredoxin-liked reductive activation of plastidic acetyl-CoA carboxylase // Proc. Nat. Acad. Sci. USA 1997. V. 94. P. 11 096−11 101.
  120. Schlichter D., Fricke H.W., Weber W. Light-harvesting by wavelength transformation in a symbiotic coral of the Red Sea twilight zone // Mar. Biol. 1986. V. 91. P. 403−407.
  121. Schlichter D., Weber W., Fricke H.W. A chromatophore system in the hermatypic, deep-water coral Leptoseris fragilis (Anthozoa: Hexacorallia) // Mar. Biol. 1985. V. 89. P. 143−147.
  122. Schlichter D., Meier U., Fricke H.W. Improvement of photosynthesis in zooxanthellate corals by autoluorescent chromatophores // Oceanologia 1994. V. 99. P. 124−131.
  123. Schflttngkeit T.A., Zachanae U., Von Feilitzsch T., Wiehler J., Von Hummel J., Steipe B., Michel-Beyerle M.E. Picosecond ume-resolved FRET in the fluorescent protein from Discosoma Red (wt DsRed) // Chemphys. 2001. V. 5. P. 325−328.
  124. Schmitz K., Kremer B.P. Carbon fixation and analysis of assimilates in a coral-dinoflagellate symbiosis // Mar. Biol. 1977. V. 42. P. 305−313.
  125. Shick M.J., Lesser M.P., Jokiel P.L. Effect of ultraviolet radiation on corals and other coral reef organisms// Global Change Biol. 1996. V. 2. P. 527−545."
  126. Shimomura O., Johnson F.H., Saiga Y. Extraction, purification and properties of a bioluminescent protein from the luminous hydromedusan, Aequorea // J. Cell. Comp. Physiol. 1962. V. 59. P. 223−240.
  127. Smith G.J. Ontogenetic influences on carbon flux in Aulactinia stelloides polyps (Anthozoa: Actiniaria) and their endosymbiotic algae // Mar. Biol. 1986. V. 92. P. 361−369.
  128. Somerville C., Browse J. Dissecting desaturation: plants prove advantageous // Trends in Cell Biol. 1996. V. 6. P. 148−153.
  129. Stumpf P.K. Fatty acid biosynthesis in higher plants // In: Fatty Acid Metabolism and Its Regulation. Numa S. (ed.) New Comprehensive Biochemistry Elsevier, Amsterdam -New York Oxford V.7. P. 155−179.
  130. Stimson J.S. Location, quantity and rate of change in quantity of lipids in tissue of Hawaiian hermatypic corals // Bui. Mar. Sci. 1987. V. 41. P. 889−904.
  131. Straume M., Johnson M.L. Analysis of residuals catena for determining goodness of fit // Methods Enzymol. 1992. V. 210. P. 87−105.
  132. Sukenik A., Carmeli Y. Regulation of eicosapentaenoic acid content by light in the marine Eustigmatophyte Nannochloropsis sp // In Intern. Biotech. Conference. Tokyo, Japan, Miyachi S., Karube I., Ishida Y. (ed.) 1989. P. 127−130.
  133. Sukenik A., Wahnon R. Biochemical quality of marine unicellular algae with special emphasis on lipid composition. I. Isochrysis galbana II Aquaculture 1991. V. 97. P. 61−72.
  134. Sutton D.C., Hoegh-Guldberg O. Host-zooxanthellae interactions in four temperate marine invertebrate symbioses: assessment of effect of host extracts on symbionts // Biol. Bull. 1990. V. 178. P. 175−186.
  135. Takabayashi M., Hoegh-Guldberg O. Ecological and physiological differences between two colour morphs of the coral Pocillopora damicornis II Mar. Biol. 1995. V. 123. P. 705−714.
  136. Terskikh A., Fradkov A., Ermakova G., Zaraisky A., Tan P., Kajava A.V., Zhao X., Lukyanov S., Matz M., Kim S., Weissman I., Siebert P. «Fluorescent timer»: protein that changes color with time // Science 2000. V. 290. P. 1585−1588.
  137. Titlyanov E.A. Light adaptation and production characteristics of branches differing by age and illumination of the hermatypic coral Pocillopora verrucosa II Symbiosis 1991. V.10. P. 249−260.
  138. Titlyanov E.A., Titlyanova T.V., Leletkin V.A., Tsukahara J., Van Woesik R., Yamazato K. Degradation of zooxanthellae and regulation of their density in hermatypic corals // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1996. V. 139. P. 167−178.
  139. Tsien R.Y. The green fluorescent protein // Annu. Rev. Biochem. 1998. V. 67. P. 509−544.
  140. Van Kooten O., Snel J.F.H. The use of chlorophyll fluorescence nomenclature in plant stress physiology//Photosynth. Res. 1990. V. 25. P. 147−150.
  141. Van Woesik R. Coral bleaching: transcending spatial and temporal scales // Trends Ecol. Evol. 2001. V. 16. P. 119−121.
  142. Veron J. Corals of Australia and the Indo-Pacific // Angus Robertson Publ. Sydney, Australia, 1986. pp. 286.
  143. Viso A.C., Marty J.C. Fatty acids from 28 marine microalgae // Phytochem. 1993. V. 34. P. 1521−1533.
  144. Volkman J.K. Australian research on marine natural products: chemistry, bioactivity and ecology II Mar. Freshwater Res. 1999. V. 50. P. 761−779.
  145. Volkman J.K., Jeffrey S.W., Nichols P.D., Rogers G.I., Garland C.D. Fatty acid and lipid composition of 10 species of microalgae used in mariculture // J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 1989. V. 128. P. 219−240.
  146. Wada H. Contribution of membrane lipids to the ability of the photo synthetic machinery to tolerate temperature stress // Proc. Nat. Acad. Sci. USA 1994. V. 91. P. 42 734 277.
  147. Wada H., Gombos Z., Murata N. Contribution of membrane lipids to the ability of the photosynthetic machinery to tolerate high irradiance // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1994. V. 91. P. 4278−4283.
  148. Walsh K., Jones G.J., Dunstan R.H. Effect of irradiance on fatty acid, carotenoid, total protein composition and growth of Microcystic aeruginosa II Phytochemistry 1997. V. 44. P. 817−824.
  149. Ward W., Prentice H., Roth A., Cody C., Reeves S. Spectral perturbations of the Aequoria green fluorescent protein // Photochem. Photobiol. 1982. V. 35. P. 803−808.
  150. Warner M.E., Fitt W.K., Schmidt G.W. Damage to photosystem II in symbiotic dinoflagellates a determinant of coral bleaching // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1999. V. 96. P. 8007−8012.
  151. Weinert J., Blomquist G.J., BorgesonC.E. De-novo biosynthesis of linoleic-acid in 2 non-insect invertebrates the land slug and the garden snail // Experientia 1993. V. 49. P. 919−921.
  152. Yamashiro H., Oku H., Higa H., Chinen I., Sakai K. Composition of lipids, fatty acids and sterols in Okinawan corals // Comp. Biochem. Physiol. B 1999. V. 122. P. 397 407.
  153. Yang F., Moss L.G., Phyllips N.G. The molecular structure of green fluorescent protein//Nat. Biotechnol. 1996. V. 14. P. 1246−1251.
  154. Yarbrough D., Wachler R.M., Kallio K., Matz M.V., Remington S.J. Refined crystal structure of DsRed a red fluorescent protein from coral, at 20 A resolution // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001. V. 98. P. 462−467.
  155. Yazawa K. Production of eicosapentaenoic acid from marine bacteria // Lipids 1996. V.31.P. 297−300.
  156. Yonge C.M. The significance of the relationships between corals and zooxanthellae // Nature 1931. V. 128. P. 309−310.
  157. Zhukova N.V., Aizdaicher N.A. Fatty acid composition of 15 species of marine macroalgae II Phytochem. 1995. V. 39. P. 351−356.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!