Причины эмбриональной смертности сельскохозяйственной птицы

Реферат Причины эмбриональной смертности сельскохозяйственной птицы

1. Эмбриональная смертность сельскохозяйственной птицы

При низкой выводимости яиц важно установить причины, для чего необходим анализ эмбриональной смертности. Птица, переболевшая в эмбриональный период, хуже растет и часто не в состоянии проявить в дальнейшем высокую продуктивность. Понижается и жизнеспособность внешне здоровых особей.

По данным отечественных и зарубежных авторов удельная значимость (в %) причин, пониженных результатов инкубации, представлена следующим образом: хранение яиц — 25, нарушение в кормлении родительского стада — 25, смешанные факторы (низкая оплодотворенность, возраст стада, бактериальная загрязненность яиц, болезни птицы, бой, насечка, неправильная укладка яиц в лотки и др.) — 37,5, генетические причины — 5, нарушения технологии инкубации — 7,5.

От характера и глубины нарушений зависит течение болезни и время гибели эмбрионов, поэтому распределение смертности по периодам инкубации может быть самым разным в зависимости от причин.

Известно, что наблюдаются периоды инкубации, в которые смертность эмбрионов всегда повышена, их называют критическими — это 4−5, 14−15 и 19−20 дни. Причем, многие исследователи, говоря о причинах повышенной смертности в эти критические периоды, связывали первый — с длительным хранением яиц до инкубации, либо с их перегревом в ее начале, второй — с низким качеством инкубационных яиц (недостаток витаминов и др. питательных веществ) и третий — с нарушениями в режиме инкубации. При этом было отмечено, что в конце инкубации смертность обычно бывает в 3 раза выше, чем в начале. Погибших в эти периоды эмбрионов, относят к категориям отходов инкубации: кровяное кольцо, замершие и задохлики.

Однако переход на работу с высокопродуктивными как зарубежными, так и отечественными кроссами птицы показывает, что в связи с биологическими особенностями качества яиц и как следствие эмбрионального развития, а также в силу других причин распределение смертности эмбрионов часто выходит за рамки привычного. Следует отметить, что эмбриональная жизнеспособность у кур современных кроссов в целом выше, по сравнению с низкопродуктивной, ранее используемой птицей.

Как показывает практика, нередко повышенная гибель эмбрионов наблюдается как в первую, так и в последнюю неделю инкубации, причем иногда кровяного кольца бывает больше, чем задохликов или почти одинаково. Следует отметить, что количество замерших эмбрионов, как правило, не бывает высоким, даже когда у погибших диагностируется эмбриональная дистрофия, связанная с низким качеством яиц.

Если при вскрытии отходов инкубации у эмбрионов старшего возраста по патологическим изменениям можно с большей долей уверенности поставить точный диагноз смерти, то у эмбрионов, погибших в первую неделю, это лучше сделать методом исключения того или иного фактора, а также имея данные, полученные во время проведения биологического контроля.

Причинами повышенной гибели эмбрионов в первую неделю инкубации могут быть: недостаток витаминов А, Е, В2, В3, Н, линолевой кислоты, меди, селена; транспортировка яиц (обрыв 1−2 градинок), насечка, сильное охлаждение яиц до инкубации (температура ниже 6оС), либо наоборот высокая температура (свыше 27 оС, даже при 2−3 днях хранения яиц), длительное хранение яиц (выше 5 дней), отсутствие поворачивания яиц, повышенная температура или экспозиция при газации, наличие перекисей в кормах (высокое — больше 5 мг КОН/г кислотное число желтка), присутствие в кормах микотоксинов, обладающих терратогенным, эмбриотоксическим и мутагенным эффектом (афлатоксины, фурманизин, фузарофурманон, охратоксины и др.), а также инфекционные болезни птицы (Ньюкаслская, вирусный энцефаломиэлит, псевдомоноз и пр.)

Чем больше корма дефицитны по тем или другим витаминам, аминокислотам, минеральным веществам, тем чаще смертность эмбрионов с.-х. птицы сдвигается на более ранние стадии.

Рацион, не сбалансированный по ряду аминокислот (как их недостаток, так и избыток): лизину, метионину, триптофану, аргинину, треонину и др., может вызвать не только снижение выводимости яиц, но и появление различных дефектов развития у эмбрионов и выведенного молодняка.

В настоящее время довольно часто причинами повышенной гибели эмбрионов являются эмбриотоксикозы. При этом у замерших и задохликов выявляются такие патологические изменения, которые связаны с недостатком витаминов группы В (они хорошо описаны в соответствующей литературе),(рис 26, 27), витамина Д (рис. 21, 19, 20). Кроме этого, часто встречаются изменения со стороны печени — она бывает недоразвитой, увеличенной, перерожденной, уродливой формы; почки — недоразвиты, либо увеличены, темного цвета, темно-зеленого цвета остаточный желток, недоразвитый желудочно-кишечный тракт и нередко — кутикулит мышечного желудка, как у 20−21-суточных эмбрионов, так и у выведенного молодняка (36, 53, 51, 48). Следует иметь в виду, что эмбрионы птицы гораздо чувствительнее к токсическим веществам, чем взрослые особи. Поэтому, если у погибших эмбрионов диагностируются эмбриотоксикозы, а проведенный анализ комбикормов на общую токсичность дает отрицательные результаты, следует немедленно принимать необходимые меры.

Степень выраженности патологических изменений при эмбриотоксикозах зависит от вида, количества токсина и его локализации в яйце (белок, желток), в связи с чем заболевание может протекать с различной степенью тяжести, по-разному влиять на результаты инкубации и качество выведенного молодняка.

Для более точной диагностики эмбриональных заболеваний важно знать производственные показатели других цехов птицефабрик, связанных с воспроизводством птицы: сохранность поголовья в родительском стаде и в цехах выращивания, наличие заразных и незаразных заболеваний, яйценоскость и др.

Снижение яйценоскости птицы родительского стада, связанное с грубыми нарушениями кормления либо условий ее содержания, не может не сказаться и на инкубационном качестве яиц. Косвенными показателями зоотехнической работы с родительским стадом служат: процент выбракованных яиц и причины выбраковки.

Для правильной и своевременной диагностики болезней эмбрионов, предупреждения гиповитаминозов и токсикозов у птицы следует обязательно проводить биологический контроль по следующей схеме:

1. Исследование инкубационных яиц: полный морфо-биохимический анализ не менее 2 раз в месяц;

2. Определение количества и видов брака яиц по птичникам родительского стада (в соответствии с требованиями стандарта) и своевременное доведение полученных данных до зоотехнической службы — ежедневно при сборе и сортировке яиц;

3. Прижизненный биоконтроль (по контрольным лоткам) — овоскопирование и взвешивание яиц в контрольные дни — еженедельно;

4. Оценка качества выведенного молодняка и учет количества слабых и калек в партии — при каждом выводе;

5. Патологоанатомическое вскрытие отходов инкубации и определение возраста и причин гибели эмбрионов — при выводе менее 78−80% (для финального гибрида);

6. Бактериологический контроль эмбрионов и цыплят проводить 1 раз в месяц, а также при подозрении на инфекционные заболевания;

7. Контроль за сохранностью молодняка в первые 10 дней выращивания — каждой партии;

8. Для контроля качества выведенного молодняка (их обеспеченности витаминами) следует осуществлять исследование на содержание в ткани желточного мешка витаминов А, В2 и каротиноидов — 1−2 раза в месяц.

Для постановки правильного диагноза необходимо иметь точные данные: из какого хозяйства или птичника, от какой возрастной группы птицы получены яйца, продуктивность, сохранность и причины вынужденной выбраковки, а также инкубационные показатели яиц по предыдущим партиям. Необходимо знать, из какого инкубатора и из какой его зоны взяты на анализ эмбрионы, отходы инкубации и суточный молодняк. При смешанном, обезличенном материале постановка правильного диагноза затруднена.

Нельзя ставить диагноз на основании единичных случаев того или иного поражения. В яйцах от здорового родительского стада с высокой выводимостью нередко можно встретить задохликов с признаками эмбриональной дистрофии. Но это еще не говорит о нарушениях в кормлении, так как яйцо могло попасть на инкубацию от курицы, в организме которой нарушен обмен веществ.

Часто встречаются у эмбрионов не специфичные патологоанатомические изменения. Например, неправильное положение эмбриона в яйце, которое может быть следствием неправильной укладки яйца в лоток (вверх острым концом), недостатка витаминов, нарушения температуры, влажности, воздухообмена и др. А такое, часто встречающееся отклонение в развитии, как отек подкожной клетчатки в области шеи и головы — признак нарушения кровообращения, не раскрывающий причину гибели эмбриона.

При вскрытии погибших эмбрионов следует установить частоту наблюдавшихся изменений и выявить те, что встречались у большинства.

Правильное и систематическое проведение биологического контроля, включающего в себя и патологоанатомический анализ отходов инкубации, дает возможность превращать инкубацию в активный творческий процесс и, таким образом, управлять эмбриональным развитием с целью получения молодняка высокого качества.

2. Эмбриональное развитие кур при асфиксии и разном положении яиц в лотке

В развитии промышленного птицеводства огромное значение имеет воспроизводство птицы, в котором значение инкубации трудно переоценить. Между тем, значительные экономические потери обусловлены вынужденной выбраковкой молодняка в суточном возрасте, а также отходом в первые две недели выращивания.

Наряду с важнейшими физическими условиями воздушной среды, такими как температура и влажность, большое значение для развития эмбрионов и вывода молодняка имеет газовый состав воздуха в инкубаторах, в частности, концентрация углекислого газа. Однако научных работ, посвященных данной проблеме, сравнительно мало и они носят противоречивый характер. Ряд исследователей считают, что воздух в предварительном инкубаторе должен содержать не менее 21% кислорода и не более 0,04 — 1% углекислого газа, а в выводных шкафах уровень последнего может достигать 2% (1,2,4).

На обеспеченность эмбриона кислородом влияет несколько факторов. Это не только содержание кислорода в воздухе, поступающем в инкубатор, но и толщина скорлупы и подскорлупных оболочек яиц, а также усушка яиц в процессе инкубации, меняющая проницаемость скорлупы.

При высоком значении проницаемости скорлупы яиц для паров воды и кислорода у эмбрионов в процессе инкубации развивается гипероксия, гипокапния, дегидратация и алкалоз крови, что приводит к снижению выводимости яиц; при низкой проницаемости скорлупы возникает гипоксия и ацидоз крови, что также увеличивает эмбриональную смертность (11).

В зависимости от количества пор в скорлупе и толщины кутикулы на разных участках яйца, обнаруживали различия в количестве погибших эмбрионов, что, вероятно, связано с воздухообменом внутри яйца (10).

Интенсивность газообмена на различных участках скорлупы меняется в зависимости от возраста эмбрионов. Был изучен период от 9 до 19 суток инкубации (у кур) и установлено, что самой активной зоной газообмена на этом возрастном промежутке является средняя экваториальная часть яйца. На втором месте по интенсивности газообмена у эмбрионов младшего возраста, является воздушная камера, и самый слабый газообмен наблюдается на остром конце яйца. С возрастом, по мере замыкания аллантоиса, острый конец становиться активно «дышащей» зоной и даже превосходит к 15-м суткам воздушную камеру (9).Самая активная зона газообмена у яйца в последней трети инкубационного периода — средняя часть и острый конец, когда потребление кислорода особенно велико, находится в самых неблагоприятных для газообмена условиях при общепринятом способе укладки яиц в современных промышленных инкубаторах барабанного типа.

В этой же работе была выявлена положительная корреляция (г = 0,42) между интенсивностью потребления кислорода эмбрионом и отложением глюкозы (мг %) в печени к 19-м суткам инкубации. Известно, что достаточный запас глюкозы в печени помогает эмбриону благополучно пережить такие критические периоды в его развитии, как переход к легочному дыханию и вылупление. Поэтому достаточное обеспечение кислородом, способствующее отложению глюкозы, повышает жизнеспособность эмбрионов. И можно предположить, что будут лучшие результаты выращивания и в раннем постнатальном периоде.

Обзор литературы показал, что влияние таких технологических факторов при инкубации, как-то: температура и влажность воздуха, воздухообмен, положение яиц в лотках и количество поворотов, оказывает решающее влияние на развитие эмбрионов и результаты инкубации. Однако, данные исследователей (3, 6, 7, 8) немногочисленны и весьма противоречивы. Большинство работ проведены сравнительно давно и на старых кроссах птицы, поэтому требуют уточнения.

Как правило, авторы, занимающиеся проблемами инкубации, ограничивают свои наблюдения оценкой выведенного молодняка, а его дальнейшая жизнедеятельность не прослеживается. Между тем, влияние условий инкубации продолжается и в постнатальный период.

Задача нашего исследования — изучить влияние нарушения воздухообмена и разного положения яиц в процессе инкубации на развитие эмбрионов и выведенных цыплят.

Материал и метод. Исследования проведены на яйцах кур кроссов «Хайсекс коричневый» и «Конкурент-2», отвечающих нормативны требованиям.

Проинкубировано 4210 шт. яиц; вскрыто для анализов 40 яиц до инкубации, 192 яйца с живыми эмбрионами, 240 голов цыплят; выращено до 14 дней 600 голов цыплят.

Инкубацию проводили в инкубаторах «Виктория» и «Националь» по режиму в соответствии с рекомендациями по инкубации (5).

Учитываемые показатели: масса эмбрионов, белка, желтка, количество сухих веществ в амниотической жидкости в 16 суток инкубации; категория развития эмбрионов и потеря массы яиц на 7, 11 и 18,5 сутки; учет эмбриональной смертности и патологоанатомический анализ погибших эмбрионов; интерьерные и экстерьерные показатели оценки суточных цыплят; количество двойных связей (ДС) в остаточном желтке, печени, фабрициевой сумке и плазме крови; масса остаточного желтка у 10-дневных цыплят; масса 14-дневных цыплят и их сохранность.

Было проведено 2 опыта. В 1-ом опыте изучено влияние нарушения воздухообмена при инкубации на развитие эмбрионов кур, выводимость яиц и качество полученных цыплят. Нарушение воздухообмена имитировали покрытием поверхности скорлупы силикатным канцелярским клеем и белком куриных яиц.

Во 2-ом опыте изучено влияние разного положения яиц во время инкубации на развитие эмбрионов кур, выводимость, качество выведенных цыплят и их сохранность до 2-недельного возраста.

Подопытные группы сформированы методом аналогов, из яиц кур одного возраста со сроком хранения не более 3 суток.

Суточных цыплят, разделенных на группы по 35 голов, выращивали до 14-дневного возраста.

Результаты. В опыте 1 с имитированным нарушением воздухообмена при инкубации яиц, прижизненный биологический контроль показал следующее: после 7 суток инкубации средняя категория развития эмбрионов в 4 группе больше контрольной в 2,5 раза, а в 11 суток данный показатель выше у всех опытных групп, что указывает на их значительное отставание в развитии. Эмбрионы 4 группы погибли все до 14 суток. При переводе на вывод средняя категория развития эмбрионов 2 и 3 групп превышала контроль в 2,2 и 1,7 раза соответственно. Эмбрионы этих групп по своим возрастным признакам соответствовали только 15−16 суткам инкубации. И, как следствие, продолжительность инкубации здесь была на 12−15 часов больше.

Потеря массы яиц во всех опытных группах значительно ниже контрольной (на 1,5−2,0; 2,1−2,8 и 3,1−3,7% соответственно на 7, 11 и 18,5 сутки инкубации).

При вскрытии яиц на 16 сутки инкубации отмечено достоверное отставание в росте эмбрионов 2 и 3 опытных групп, в сравнении с контролем, — их относительная масса была ниже на 7,1 и 6,6% соответственно. Усвоение питательных веществ белка и желтка проходило гораздо хуже, поэтому их масса соответственно в 1,6−1,7 и 1,4 и 1,2 раза выше, чем в контроле, что, вероятно, связано с недостаточным воздухообменом.

В работе другого автора (9) отмечена связь интенсивности газообмена с использованием питательных веществ. Чем больше потребляется кислорода эмбрионом на единицу массы, тем выше процентное содержание протеина в грудной мышце 16 — 19-суточных эмбрионов. Коэффициент корреляции по разным опытам колебался от 0,29 до 0,75.

Анализ результатов инкубации показал значительное снижение выводимости яиц в группах 2 и 3 — на 76,5 и 36,7% соответственно.

При патологоанатомическом анализе замерших и задохликов в этих группах выявлены следующие патизменения: положение эмбриона неправильное — голова в остром конце яйца, на бедре, на левом или правом крыле; наклев в остром конце; белок не использован; гиперемия внутренней полости тела и сердца; отеки аллантоиса, головы и шеи, часто с кровоизлиянием; соли в аллантоисной жидкости; желток жидкий. У погибших в первую неделю эмбрионов из группы 4 отмечено прилипание тела к подскорлупной оболочке; кровоизлияние в нижней части тела; инъекция сосудов мозга; гематоамнион; во всех яйцах — разрыв желточной оболочки.

При вскрытии суточных цыплят в опытных группах выявлены различия с контролем по массе тела и остаточного желтка. Так, масса тела во 2 и 3 группах ниже соответственно на 5,0 и 4,9%, а остаточного желтка — на 5,8 и 9,0% выше, что свидетельствует о худшем усвоении питательных веществ в эмбриональный период.

При заклеивании поверхности скорлупы яиц белком не выявлены различия между опытными и контрольной группами по всем изучаемым показателям. Выводимость в опытных группах была высокой — 92,1−94,4%, при 94,6% - в контроле. В этом случае, по-видимому, сохранилась хорошая проницаемость для газов через поры скорлупы.

Известно, что в мембранах клеток любых живых организмов идет равновесный процесс перекисного окисления липидов (ПОЛ).

Асфиксия, вызванная закрытием пор с помощью клея, вызвала увеличение содержания двойных связей (ДС) в остаточном желтке в среднем на 20%, а в липидах плазмы крови, печени, фабрициевой сумки, наоборот, произошло их уменьшение соответственно на 20−30, 10−13 и 14−20%.

Увеличение показателей ДС свидетельствует о том, что из-за недостатка кислорода процесс перекисного окисления липидов замедляется, происходит накопление ненасыщенных жирных кислот. Снижение ДС в плазме крови и органах цыплят, развитие которых проходило в условиях асфиксии, указывает на снижение содержания ненасыщенных жирных кислот и, таким образом, увеличение скорости перекисного окисления липидов.

Во 2 опыте, по изучению влияния различного положения яиц в лотке на развитие эмбрионов и выведенных цыплят, было выявлено следующее.

Прижизненный биологический контроль показал, что эмбрионы, которые развивались в яйцах, расположенных горизонтально (гр. 4 и 5), в 7 суток инкубации отставали в развитии, поэтому их средняя категория была в 1,2 раза больше, чем в контроле. При переводе на вывод отмечено худшее развитие эмбрионов в яйцах с положением острым концом вверх (гр. 2) и горизонтальным (гр. 5).

При морфологическом анализе выявлено, что 16-суточные эмбрионы в яйцах опытных групп хуже усваивали желток — его масса на 3,0−4,8% больше, чем в контроле. В 3-ей группе отмечены меньшие показатели коэффициента рефракции и процента сухих веществ в амниотической жидкости (на 0,007 и 4,9% соответственно). По относительной массе эмбрионов опытных групп найдена тенденция к ее снижению, однако, из-за высокой вариабельности этого показателя, различия с контролем недостоверны.

Анализ результатов инкубации показал достоверное снижение выводимости в сравнении с контролем в группах при положениях яиц вертикально острым концом вверх весь период (гр. 2) и горизонтальном (гр. 4 и 5) на 18,0; 9,4 и 12,6% соответственно. Смертность эмбрионов увеличилась в первую неделю и в выводной период, поэтому кровяного кольца больше на 1,1−4,4, а задохликов — на 2,6−10,5%. В этих группах отмечено и большее количество некондиционных цыплят (на 2,1−3,7%).

По интерьерным показателям суточные цыплята достоверно различались только по массе фабрициевой сумки. Она больше во 2 и 3 опытных группах.

Изменения показателей ДС в клетках печени цыплят, развивавшихся в яйцах с различным расположением в лотке, незначительны (5−10%), но в липидах фабрициевой сумки особей 2 и 5 опытных групп они ниже, по сравнению с контролем, на 18 и 20% соответственно, что свидетельствует о более интенсивном процессе перекисного окисления в данном иммунном органе.

У погибших в выводной период эмбрионов 2-ой группы отмечено неправильное их положение в яйце — головой в острый конец, либо бедро; наклев скорлупы в остром конце; белок не использован.

В постэмбриональном периоде усвоение питательных веществ из остаточного желтка проходило с отставанием у цыплят 3 и 4 группы. Его относительная масса в 10-дневном возрасте в 2 раза больше (0,11% при 0,05% в контроле).

В 14-дневном возрасте не выявлено достоверных различий по живой массе цыплят (таблица 9). Но относительный прирост массы цыплят 3, 4 и 5 групп за две недели выращивания был меньше, чем в контроле, на 22,3; 22,8 и 24,5%. Падеж цыплят в 1, 2 и 5 группах не связан с условиями опыта.

Выводы

1. Нарушение воздухообмена, имитированное покрытием скорлупы яиц клеем отрицательно сказалось как на развитии эмбрионов, так и на качестве суточных цыплят:

— при покрытии всей поверхности яиц 90,1% эмбрионов погибли в первую неделю. При патологоанатомическом анализе отмечены такие патизменения, как прилипание эмбриона к подскорлупной оболочке; кровоизлияние в нижней части тела; инъекция сосудов мозга; гематоамнион; разрыв желточной оболочки;

— при покрытии Ѕ поверхности скорлупы яиц со стороны тупого конца или острого конца снизились соответственно: потеря массы их на 3,1 и 3,7%; выводимость на 76,5 и 36,7%; масса тела у суточных цыплят на 5,0 и 4,9%, а масса остаточного желтка увеличилась на 5,8 и 9,0% по сравнению с контролем.

2. При горизонтальном положении яиц в лотке, выводимость была меньше на 9,4 и 12,6% за счет большего количества таких отходов, как кровяное кольцо — на 4,4 и 3,5%, задохлики — на 2,6 и 5,1% и некондиционные цыплята — на 2,1 и 3,5%; в группе с положением яиц острым концом вверх выводимость снизилась на 18,0%, в основном, за счет повышенной гибели эмбрионов в выводной период (13,7%) с признаками: неправильное положение эмбриона — головой в острый конец или бедро, наклев в остром конце яйца, белок не использован.

1. Бессарабов Б. Ф. Практикум по инкубации и эмбриологии сельскохозяйственной птицы. М.: Агропромиздат,-1992,-175 с.

2. Буртов Ю. З., Голдин Ю. С., Кривопишин И. П. Инкубация яиц. // Агропромиздат, 1990.-238 с.

3. Дядичкина Л. Ф., Сергеева А. М., Кривопишин И. П. Влияние положений яиц индеек и уток в процессе инкубации на развитие эмбрионов и выводимость. // Новые приемы кормления и выращивания в промышленном птицеводстве. Сб. науч. тр. Загорск, 1986.-С.108−115.

4. Забудский Ю. И. Особенности биологии развития цыплят в выводном инкубаторе. / Птицеводство.-2004, № 2.-С.13.

5. Инкубация яиц сельскохозяйственной птицы. Методические рекомендации. // Всесоюз. н.-и. и технол. ин-т птицеводства: под общ. ред. В. И. Фисинина.-Сергиев Посад, 2005.-118с.

6. Каулите Ю., Дядичкина Л., Сухова Т. Поворот лотков: продолжительность при инкубации утиных яиц. / Птицеводство.-1991, № 4.-С.10−12.

7. Рекомендации по работе с птицей трехлинейного аутосексного кросса «Птичное-2» / под общ. ред. В. И. Фисинина и В. Н. Анненкова / М., Агробизнесцентр, 2005.-68с.

8. Сверчков В. В. Вывод цыплят при низкой влажности воздуха // Птицеводство, 1979.-№ 4.-С.35.

9. Станишевская О. И. Значение кислородной обеспеченности эмбрионов кур для реализации генетического потенциала мясных качеств / Сб. матер. Междунар. науч. практич. конф., посв. 150-летию со дня рождения проф. П. Н. Кулешова, 26−29 окт. 2004 г.-М, 2006.

10. Peebles E., David, Brake J. Relationschip of eggshell porosity to stage of embryonic development in broiler breeders.-Poultry sc., 1985, vol.64, № 12, p.2388−2391.

11. Visschedijk A.H.J. Respiration and development of bird embryos under optimal and extreme conditions.-J. Physiol., 1985, vol.366, p.58.