Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Инсулиновая гипогликемия и метаболизм мозга

Диссертация: Инсулиновая гипогликемия и метаболизм мозга
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Таким образом, при многократном воздействии высоких доз инсулина метаболическая реакция на введение гормона обусловлена активацией контринсулярного аппарата, а собственно инсулиновые эффекты не являются доминирующими. В результате увеличиваются возможности энергообеспечения тканей за счет свободных жирных кислот, кетоновых тел и аминокислот. В отношении головного мозга увеличение возможностей… Читать ещё >

Инсулиновая гипогликемия и метаболизм мозга (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. ОБЩИЕ МЕТОДИЧЕСКИЕ ПРИЕМЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫЕ В РАБОТЕ
    • 1. 1. Выбор объекта исследования
    • 1. 2. Обоснование используемых методов исследования и постановка серий экспериментов
    • 1. 3. Общие приемы, используемые для решения поставленных задач
      • 1. 3. 1. Организация и условия проведения эксперимента
      • 1. 3. 2. Выделение митохондрий
      • 1. 3. 3. Определение активности ферментов
      • 1. 3. 4. Определение содержания субстратов
      • 1. 3. 5. Использованное оборудование
      • 1. 3. 6. Статистическая обработка данных
  • 2. ОБЩИЕ ПОКАЗАТЕЛИ ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО И АЗОТИСТОГО ОБМЕНА У КРЫС И ПОКАЗАТЕЛИ ЭНЕРГЕТИЧЕСКОГО ОБМЕНА В МОЗГЕ КРЫС ПРИ ИНСУЛИНОВОЙ ГИПОГЛИКЕМИИ
    • 2. 1. Общие показатели энергетического и азотистого обмена у крыс при инсулиновой гипогликемии
    • 2. 1. 1. Гипогликемия
    • 2. 1. 2. Глюкосенсорные нейроны и роль нервной системы в регуляции гликемии
    • 2. 1. 3. Симптоматика гипогликемии
    • 2. 1. 4. Ослабление симпатоадреналового ответа при повторных гипогликемиях
    • 2. 1. 5. Особенности методики исследования
    • 2. 1. 6. Результаты исследования

Изучение гипогликемии и ее последствий для организма занимает важное место среди проблем современной биологии и медицины. Гипогликемия — широко распространенное состояние, возникающее при инсуломе поджелудочной железы, алкогольной интоксикации, заболеваниях печени и желудочно-кишечного тракта. Клинически наиболее важным является то, что гипогликемия сопровождает лечение сахарного диабета (Генес, 1970; Прихожан, 1981; Лукьянчиков, Балаболкин, 1987; Балаболкин, 1994, 2000; Касаткина, 1996; Кузин с соавт., 1997; Amiel, Магап, 1993; Сгуег, 2001,2004, 2006; Сгуег et al., 2003; Briscoe, Davis, 2006 и ДР-)Для пациентов с сахарным диабетом первого типа и с сахарным диабетом второго типа гипогликемия является фактом жизни (Сгуег, 2001, 2004; Сгуег et al., 2003). Ятрогенная гипогликемия является лимитирующим фактором контроля гликемии у пациентов с дефицитом эффектов инсулина и причиной ухудшения состояния у пациентов диабетом первого типа в большинстве случаев и у пациентов с диабетом второго типа в большом числе случаев (Сгуег, 2005). Частота развития гипогликемической комы увеличивается в три раза при интенсивной терапии пациентов с сахарным диабетом первого типа (Сгуег, 1997, 2004; Briscoe, Davis, 2006). Эпизоды симптоматической гипогликемии наблюдаются у пациентов с инсулинодефицитом при интенсивной терапии около 10 раз в неделю, а тяжелой гипогликемии, сопровождающиеся временной утратой трудоспособности и госпитализацией — по крайней мере, один раз в год (Hepburn et al., 1993; Briscoe, Davis, 2006). По разным оценкам, от 2 до 7% смертей пациентов с сахарным диабетом первого типа связано с гипогликемией (Балаболкин, 2000; Дедов, 2005; Сгуег, 2004).Предшествующие эпизоды гипогликеми уменьшают нейроэндокринный, симтоматический и когнитивный ответы при последующих гипогликемиях не только при дефиците эффектов инсулина (Dagogo-Jack, 1993; Fanelli et al., 1998; Ovalle et al., 1998;Segel et al., 2002), но и у недиабетических пациентов (Davis, Shamoon, 1991; Veneman et al., 1993; Heller, Cryer, 1993; Davis et al., 1997). Компенсаторные реакции при последующих гипогликемиях возникают при меньших концентрациях глюкозы, т. е. при более тяжелой гипогликемии. Это приводит к развитию бессимптомных гипогликемии. Механизмы ослабления симпатоадреналового ответа при последующих гипогликемиях неизвестны (Cryer, 2004, 2005; Briscoe, Davis, 2006).Поскольку мозг исключительно зависим от глюкозы, и является первым органом, повреждающимся при гипогликемии (McAuley et al., 2001; Cryer et al., 2003; Zammitt, Frier, 2005), нарушения в нем обмена могут быть причиной уменьшения симпатоадреналового ответа при последующих гипогликемиях (Cryer, 2005). Вне зависимости от конкретных причин и механизмов возникновения, сам факт неоднократности развития гипогликемии у пациентов с сахарным диабетом и с инсуломой не подлежит сомнению и одной из важнейших задач оптимизации лечения является уменьшение риска развития гипогликемии (Cryer et al., 2003; Bolli, 2003; Cryer, 2004; Hirsch, 2005). Более 90% всех пациентов, получающих инсулин, испытывают эпизоды гипогликемиигиперинсулинемия является наиболее частой и очевидной причиной гипогликемии (Балаболкин, 1994, 2000; Cryer, 1997, 2004; Marks, Teale, 1999; Briscoe, Davis, 2006).Действие инсулина на нервную ткань служило предметом многочисленных исследований с момента открытия гормона, поскольку немедленно было обнаружено, что явным следствием его передозировки является нарушение функций мозга, которое первоначально не связывали с гипогликемией. Кроме того, на протяжении многих лет использовался инсулинокоматозный метод лечения психозов, что немало способствовало интересу к возможному действию инсулина на мозг (Личко, 1962, 1970).Инсулин не проникает через гематоэнцефалический барьер большинства отделов мозга (Grenel, 1957; Bachelard, 1978) и не повышает поглощения или метаболизма глюкозы в мозге (Cutler, Sipe, 1971; Lund-Andersen, 1979).Увеличение содержания инсулина в сером веществе коры мозга в 500 раз в течение 30 мин не изменяет потребления глюкозы нервной тканью и не сопровождается нарушением функций мозга (Pelligrino et al., 1983). Инсулин крови сам по себе не влияет на обмен мозга в целом (Ames, 2000; Brown, 2004). Действие больших доз инсулина, вызывающее определенную неврологическую симптоматику и повреждение нейронов, опосредовано гипогликемией (Mcllwain, 1962; Личко, 1970; Bachelard, 1981; Siesjo, Agardh, 1983; McAuley et al., 2001; Cryer et al., 2003; Zammitt, Frier, 2005 и др.).Изменения обмена веществ в головном мозге, возникающие в ходе собственно инсулиновой гипогликемии, служили предметом многочисленных исследований, проводившихся на протяжении длительного времени многими лабораториями. Интерес к патохимии гипогликемической комы был связан с выяснением вопросов о том, в какой мере угнетение функций мозга зависит от нарушения энергетического обмена, окисление каких эндогенных субстратов способно поддерживать относительно высокий уровень потребления кислорода в мозге при гипогликемии и в какой мере гипогликемия и гипоксия/ишемия являются сходными метаболическими состояниями (Siesjo, Agardh, 1983; Auer, 1986).Достоверно установлено, что при гипогликемии в нервной ткани снижается уровень метаболитов гликолиза и цикла Кребса и наблюдается окисление клеточных редокс-систем (Tews et al., 1965; Lewis et al., 1974; Gorell et al., 1976, 1977; Norberg, Siesjo, 1976; Agardh et al., 1978).Концентрации фосфокреатина и АТФ в мозге крыс заметно уменьшаются только при достижении состояния «изоэлектрической» ЭЭГ при концентрации глюкозы в крови около 1,0 ммоль/л (Lewis et al., 1974; Norberg, Siesjo 1976; Feise et al., 1977; Agardh et al., 1978; Imai et al., 1996).Практически во всех исследованиях было продемонстрировано снижение уровня глутамата, аланина и ГАМК и повышение концентрации аспартата и аммиака в мозге в состоянии гипогликемической комы (Cravioto et al., 1951; DeRopp, Snedeker, 1961; Tews et al., 1965; Lewis et al., 1974; Norberg, Siesjo, 1976; Agardh et al., 1978) наибольшим изменениям при гипогликемии подвергается нейротрансмиттерный пул глутамата (Engelsen, Fonnum, 1983).В мозге крыс при нейрогликопении обнаружено снижение скорости синтеза белка (Kiessling et al., 1982; 1984; Ulovec et al., 1985; Bergstedt et al., 1993), суммарного количества РНК в коре больших полушарий (Agardh et al., 1981) и увеличение катаболизма фосфолипидов (Agardh et al., 1981; Siesjo, Agardh, 1983; Ikeda et al., 1987; Djuricic et al., 1991) и разнообразные нарушения медиаторного обмена (Gibson, Blass, 1976; Agardh et al., 1979; Ghajar et al., 1985; Losy, Bernat, 1989; Djuricic et al., 1991; Paschen et al., 1991; Kaur, Arora, 1994).В результате исследований ионного гомеостазиса при нейрогликопении были продемонстрированы увеличение уровней внеклеточного К+ и внутриклеточного Са в мозге экспериментальных животных (Astrup, Norberg, 1976; Pelligrino et al., 1981; Siesjo, 1981; Siesjo, Agardh, 1983; Siesjo, Katsura, 1992). Оказалось возможным показать, что нейрогликопения сопровождается внутриклеточным алкалозом (Pelligrino et al., 1981; Pelligrino, Siesjo, 1981; Imai et al., 1996), более выраженным при сочетании гипогликемии с гипокапнией (Sieber et al., 1992).Результаты нейрохимических исследований привели к представлениям о том, что нарушение функций мозга при гипогликемии и повреждение нейронов едва ли тесно связаны с уменьшением энергоснабжения клеток и проблема идентификации эндогенных субстратов, окисляющихся в мозге при гипогликемии, имеет предположительное решение в отношении фосфолипидов, РНК, аминокислот и белков (Siesjo, Agardh, 1983).Состояния нейрогликопении в ходе лечения пациентов с сахарным диабетом и при других заболеваниях, осложнением которых является гипогликемия, встречаются неоднократно. Поэтому изменения обмена, возникающие в мозге при гипогликемии, могут создавать метаболический фон, усугубляющий течение последующих эпизодов гипогликемиивозможна «суммация» неблагоприятных изменений. Гипогликемия увеличивает риск развития последующих гипогликемии. Вопросы о том, как мозг адаптируется к возобновляющимся гипогликемиям и как это может приводить к увеличению повреждаемости нервных клеток, и каким образом возможные индуцированные гипогликемией изменения энергетического обмена в мозге могут способствовать защите его от повреждения, остаются открытыми (Sherwin, 2008).Немаловажным представляется и то, что гипогликемия чаще всего наблюдается в ходе лечения пациентов с сахарным диабетом, т. е., имеющих повреждения мозга, связанные с течением основного заболевания и в большинстве случаев — на фоне предшествующей гипергликемии. Именно колебания (существенные изменения, как в сторону увеличения, так и в сторону уменьшения) уровня глюкозы в крови приводят к большему развитию окислительного стресса, повреждению эндотелия сосудов и увеличивают риск развития кардиоваскулярных расстройств у пациентов с сахарным диабетом (Ceriello et al., 2008).Систематического исследования изменений метаболизма мозга, которые могут быть следствием неоднократного воздействия на него гипогликемии, и гипогликемии при сахарном диабете не проводилось. Основной целью настоящей работы является определение механизмов инсулиновой гипогликемии в патохимии нервных расстройств, связанных с нейрогликопенией. Для достижения этой цели были поставлены следующие задачи: 1. Определение принципиальной возможности и сроков восстановления основных биохимических параметров в мозге после купирования гипогликемической комы глюкозой.2. Выявление изменений метаболизма в мозге при неоднократной нейрогликопении, способствующих развитию повреждения нейронов и постгипогликемической энцефалопатии.3. Выяснение взаимосвязи различных изменений обмена в мозге крыс, возникающих в результате неоднократно перенесенной гипогликемии. На основе информации о нарушениях обмена в мозге при гипогликемии был выбран комплекс показателей, тесно связанных с обменом глюкозы в мозге, определение которых являлось, на наш взгляд, необходимым для решения поставленных задач. В работе определяли следующие показатели: 1) энергетического обмена, 2) метаболизма нейромедиаторных аминокислот и 3) перекисного окисления липидов в мозге крыс при гипогликемии. Новизна работы: Впервые получены комплексные данные о состоянии энергетического обмена, метаболизма медиаторных аминокислот и процессов перекисного окисления липидов в различных отделах мозга животных при гипогликемии. Впервые проведено исследование показателей различных видов обмена в мозге при неоднократной гипогликемии. Установлено, что в отличие от однократной гипогликемии, неоднократно перенесенная гипогликемия вызывает серьезные нарушения энергетического обмена: снижение интенсивности гликолиза и гликогенолиза, активности ферментов энергетического обмена и нарушения распада гликогена в мозге. Впервые выявлены стойкие нарушения метаболизма аминокислот в мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемию: уменьшение активности глутаминазы и глутаматдекарбоксилазы в больших полушариях и уменьшение уровня ГАМК в стволе мозга. Впервые проведено комплексное исследование показателей, характеризующих интенсивность перекисного окисления липидов и систему антиоксидантной защиты в мозге при гипогликемии. Установлено, что неоднократно перенесенная гипогликемия приводит к снижению мощности антиоксидантных систем в мозге: уменьшению активности супероксиддисмутазы и продуцирующих восстановленную форму никотинамидадениндинуклеотидфосфата дегидрогеназ. Впервые установлено, что именно неоднократно перенесенная нейрогликопения вызывает комплекс изменений показателей энергетического обмена, метаболизма нейромедиаторных аминокислот и перекисного окисления липидов, свидетельствующий о повреждении клеток мозга. Впервые проведена оценка общих показателей энергетического и азотистого обмена в организме экспериментальных животных при гиперинсулинизации. Установлено, что многократное введение высоких доз инсулина вызывает в организме в целом катаболические изменения, связанные с активацией конринсулярного аппарата. Теоретическое и практическое значение работы: В процессе работы выявлены характерные для гипогликемии изменения метаболизма в головном мозге и в организме в целом. Проведена оценка фактора неоднократно возникающей гипогликемии в развитии нарушений обмена в головном мозге. В процессе исследования выявлены основные закономерности изменений показателей энергетического обмена, метаболизма нейромедиаторных аминокислот и перекисного окисления липидов в головном мозге при гипогликемии и оценено значение различных нарушений метаболизма в патохимии постгипогликемической энцефалопатии. Установлено, что именно неоднократная нейрогликопения вызывает комплекс изменений метаболизма, включающий в себя уменьшение гликолитической и митохондриальной энергопродукции, нарушения обмена гликогена, снижение активности ферментов синтеза ГАМК и активацию цикла пуриновых нуклеотидов в мозге, инициацию процессов перекисного окисления. Высказано предположение об увеличении потребления кетоновых тел мозгом крыс, неоднократно перенесших тяжелую гипогликемию. Полученные в работе данные необходимо учитывать при организации исследования нарушений обмена в головном мозге при различных патологических состояниях. Результаты работы могут служить основой для разработки профилактических и реабилитационных мероприятий в ходе лечения пациентов с сахарным диабетом, а также при других заболеваниях, сопровождающихся гипогликемией. Основные положения, выносимые на защиту: 1. Изменения метаболизма, возникающие в мозге при однократной инсулиновой гипогликемии, обусловлены нейрогликопенией и имеют, в основном, обратимый характер.2. Неоднократно перенесенная гипогликемия приводит к нарушению энергетического обмена, метаболизма нейротрансмиттерных аминокислот и активации процессов перекисного окисления липидов в мозге.3. Большинство выявленных изменений энергетического, аминокислотного обмена и активация перекисного окисления липидов наблюдаются преимущественно в стволе мозга.4. Общие нарушения метаболизма у животных, неоднократно перенесших инсулиновую гипогликемию, свидетельствуют об активации контринсулярного аппарата, увеличении катаболизма аминокислот и белков и сходны с таковыми при сахарном диабете. I. ОБЩИЕ МЕТОДИЧЕСКИЕ ПРИЕМЫ, ИСПОЛЬЗОВАННЫЕ В РАБОТЕ.

ВЫВОДЫ.

1. Нарушения энергетического обмена и метаболизма нейромедиаторных аминокислот в мозге, возникающие в состоянии однократной гипогликемии имеют в целом обратимый характер. Большинство выявленных изменений нормализуется через 30 мин после купирования гипогликемической комы глюкозой. Изменений активности ферментных систем гликолиза, цикла Кребса и ГАМК-шунта в состоянии гипогликемической комы, в ранние сроки восстановительного периода и через 48 часов после купирования однократной комы глюкозой не выявлено.

2. У животных, неоднократно перенесших тяжелую гипогликемию, наблюдаются снижение интенсивности гликолиза и гликогенолиза, активности а-кетоглутаратдегидрогеназы и дегидрогеназы восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида в больших полушариях и в стволе мозга. Выявленные изменения свидетельствуют о нарушении процессов энергопродукции в мозге крыс, перенесших серию гипогликемических ком.

3. Нарушения распада гликогена в стволовых структурах мозга у животных, многократно подвергнутых воздействию гипогликемических доз инсулина, сохраняются длительное время после купирования гипогликемической комы. Такие изменения могут быть результатом развития окислительного стресса и иметь существенное значение в механизмах возникновения и развития постгипогликемической энцефалопатии.

4. Увеличение активности аденозинмонофосфатдезаминазы в больших полушариях и в стволе мозга и уменьшение количества аспартата в больших полушариях мозга животных, неоднократно перенесших гипогликемию, свидетельствует об активации цикла пуриновых нуклеотидов, что способствует увеличению образования аммиака в нервной ткани, катаболизма пуриновых нуклеотидов и продукции активных форм кислорода, нарушает субстратное обеспечение малат-аспартатного шунта в мозге. Уменьшение активности глутаминазы указывает на снижение потенциальных возможностей глутаматергической передачи в мозге. Уменьшение активности глутаматдекарбоксилазы в больших полушариях мозга и уровня ГАМК в стволе мозга свидетельствует о нарушении ГАМК-ергических тормозных воздействий на структуры ствола мозга.

5. Многократное воздействие гипогликемических доз инсулина приводит к активации процессов перекисного окисления липидов, увеличению активности протеаз, снижению активности никотинамидадениндинуклеотидфосфат-зависимых дегидрогеназ и к изменению субстратной специфичности моноаминооксидазы в мозге.

6. Нарушения энергетического обмена, метаболизма медиаторных аминокислот и активация процессов перекисного окисления липидов, вызываемые неоднократно перенесенной нейрогликопенией, более выражены в стволовых структурах мозга.

7. Общая метаболическая реакция на многократное воздействие высоких доз инсулина обусловлена активацией контринсулярного аппарата и свидетельствует об увеличении катаболизма белков и липидов и стимуляции глюконеогенеза в печени.

ОБЩЕЕ ЗАКЛЮЧЕНИЕ.

В ходе проведенных нами экспериментов были получены данные, касающиеся различных сторон обмена веществ в мозге при однократно и неоднократно перенесенной гипогликемии, а также в восстановительном периоде после купирования гипогликемической комы глюкозой. В этом разделе работы произведена попытка оценить полученные результаты в целом, определить взаимосвязь выявленных изменений метаболизма, выявить общие закономерности в нарушениях метаболизма, способствующие повреждению нейронов при гипогликемии, обсудить возможное физиологическое значение обнаруживаемых изменений.

Интерес к нейрохимии гипогликемии изначально был связан с очевидностью и тяжестью нервных расстройств, возникающих при этом патологическом состоянии. Тяжелые расстройства функций нервной системы при гипогликемии, в отсутствии лечения неизбежно приводящие к развитию гипогликемической комы и к смерти, обычно удивительно быстро прекращаются увеличением уровня глюкозы в крови.

Введение

других веществ, если только оно не может повысить уровень глюкозы в крови, не способно купировать гипогликемическую кому.

Явная связь между гликемией и нормальным осуществлением функций ЦНС породила надежду на то, что исследования обмена веществ при нейрогликопении будут способствовать пониманию особенностей метаболического обеспечения функциональной активности мозга. Немалый интерес к изучению обмена веществ в мозге при гипогликемии вызвало и использование инсулинокоматозного метода терапии психозов. Изучение метаболизма в мозге при нейрогликопении внесло большой вклад в нейрохимию в целом и в полной мере явилось отражением развития биохимических идей и методов исследования. Поскольку состояния гипогликемии широко распространены в клинической практике и способны приводить к необратимому повреждению нейронов, исследование патохимии гипогликемии также имеет непосредственное практическое значение в отношении разработки способов защиты нейронов от гипогликемического повреждения.

На начальном этапе работы наше внимание было сосредоточено на исследовании возможностей и сроков нормализации биохимических показателей в мозге при купировании гипогликемической комы глюкозой.

Установлено, что в состоянии гипогликемической комы в исследованных отделах мозга уменьшается содержание субстратов гликолиза и цикла Кребса: лактата, пирувата, цитрата, а-кетоглутарата. Наиболее существенно уменьшение уровня лактата (до 1/10 к контролю), снижение количества других метаболитов наблюдается на 1/3 по сравнению с нормальным уровнем. При этом наблюдается резкое уменьшение уровня восстановленности никотинамидадениндинуклеотида. Содержание глутамата и у-аминомасляной кислоты в исследованных отделах мозга уменьшается на 20−30%, аланина — на 40−50%, а количество аспартата увеличивается на 2025% по сравнению с контрольным уровнем.

Купирование гипогликемической комы глюкозой уже через 5 мин сопровождается достоверным увеличением содержания лактата, цитрата, и уровня восстановленности никотинамидадениндинуклеотида в мозгеколичество пирувата и а-кетоглутарата продолжает оставаться низким. Отсутствие увеличения уровня а-кетокислот в этот срок восстановительного периода, по-видимому, связано с использованием их не только как субстратов окисления, но и в реакциях трансаминирования: происходит увеличение уровня аланина, глутамата, у-аминомасляной кислоты и уменьшение количества аспартата.

Через 15 мин после купирования гипогликемической комы наблюдается дальнейшая нормализация содержания исследованных субстратов гликолиза и цикла Кребса, уровня восстановленности никотинамидадениндинуклеотида и количества исследованных аминокислот. Через 30 мин после купирования комы величины этих показателей не отличаются от уровня контроля.

Сам факт полного восстановления субстратного обеспечения гликолиза и цикла Кребса и нормализации уровня аминокислот при купировании комы глюкозой свидетельствует о сохранности ферментных систем и их регуляции после перенесенной однократной гипогликемии.

В наших исследованиях не удалось выявить существенных изменений интенсивности гликолиза и активности ферментов цикла Кребса, аминотрансфераз и глутаматдекарбоксилазы в мозге крыс в состоянии однократной гипогликемической комы, в ранние сроки после купирования ее глюкозой и через 48 час после перенесенного воздействия. Через 48 час после купирования однократной гипогликемической комы также не выявлено изменений уровня исследованных аминокислот в обследованных отделах мозга. Исследование потребления кислорода митохондриями мозга при нейрогликопении также привело к заключению об относительной их резистентности к гипогликемии (Agardh et al., 1982). При купировании комы продолжительностью до 30 мин «изоэлектрической» электроэнцефалограммы наблюдается быстрая нормализация в мозге относительных концентраций фосфокреатина, АТФ, аденозиндифосфата и аденозинмонофосфата (Agardh et al., 1979).

Результаты определения показателей энергетического обмена и обмена аминокислот при гипогликемии свидетельствуют о том, что изменения количества исследованных субстратов отражают изменения уровня глюкозы в притекающей к мозгу крови и полностью обратимы при купировании комы глюкозойизменения активности ферментов энергетического обмена в состоянии однократной гипогликемической комы и в восстановительном периоде практически отсутствуют. Таким образом, однократная гипогликемия при купировании ее глюкозой представляет собою обратимое в отношении показателей энергетического обмена состояние.

Поиск возможных причин повреждения нейронов при гипогликемии и вызывающих их нарушений метаболизма в головном мозге обратил наше внимание на то, что гипогликемия в клинически важных состояниях (сахарный диабет, инсулома поджелудочной железы, инсулиношоковая терапия психозов) наблюдается неоднократно (Генес, 1970; Прихожан, 1981; Лукьянчиков, Балаболкин, 1987; Балаболкин, 1994, 2000; Касаткина, 1996; Кузин с соавт., 1997; Amiel, Maran, 1993; Cryer, 2001,2004, 2006; Cryer et al., 2003; Briscoe, Davis, 2006 и др.). Когда выяснилось, что предшествующая гипогликемия увеличивает риск возникновения последующих гипогликемий, (Davis, Shamoon, 1991; Dagogo-Jack, 1993; Heller, Cryer, 1993; Veneman et al., 1993; Davis et al., 1997; Fanelli et al., 1998; Ovalle et al., 1998; Segel et al., 2002 и др.), вопрос о влиянии неоднократно перенесенной гипогликемии на метаболизм мозга еще более актуализировался (McAuley et al., 2001; Cryer et al., 2003; Cryer, 2004, 2005; Zammitt, Frier, 2005; Briscoe, Davis, 2006).

Это привело к организации экспериментов по исследованию изменений метаболизма в мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемическую кому. Обследовали животных, перенесших 7−9 гипогликемических ком с интервалом в 2 дня через 48 часов после купирования последней комы глюкозой и в состоянии последней комы из серии ком, а также крыс, находящихся в состоянии 1-й гипогликемической комы и через 48 час после купирования ее глюкозой.

На этом этапе работы первоначально возникла необходимость в изучении общих показателей обмена у животных, неоднократно подвергнутых инсулиновой гипогликемии для того, чтобы составить более ясное представление об используемом воздействии.

Изменения большинства исследованных показателей в печени и крови у экспериментальных животных в состоянии 1-й гипогликемической комы вызваны непосредственным действием инсулина (O'Brien et al., 2001). Снижение концентрации свободных жирных кислот в крови обусловлено ингибированием липолиза, а уменьшение содержания кетоновых тел — снижением уровня исходных субстратов для их синтеза и торможением кетогенеза под действием инсулина (Timothy, 1996). Уменьшение гликогенолиза в печени крыс в состоянии 1-й гипогликемической комы также может быть вызвано действием инсулина (Gastaldelli et al., 2001). Изменения концентрации конечных продуктов азотистого обмена в крови и активности протеаз в печени и скелетных мышцах у крыс, находящихся в состоянии 1-й гипогликемической комы и через 48 часов после ее купирования в целом отражают репрессию катаболизма аминокислот и свидетельствуют об увеличении потенциальных возможностей протеиносинтеза (Charlton, Nair, 1998).

Изменения метаболизма у экспериментальных животных, перенесших серию гипогликемических ком и находящихся в состоянии комы, весьма значительны и связаны, по-видимому, с активацией контринсулярного аппарата и с увеличением в плазме крови уровня глюкагона, катехоламинов, гормона роста, адренокортикотропного гормона и глюкокортикоидов, а также вазопрессина и окситоцина (Amiel, 1996; Bolli, Fanelli, 1999; Балаболкин, 2000). Все перечисленные гормоны, в отличие от инсулина, стимулируют липолиз в жировой ткани и кетогенез в печени (Timothy, 1996), и увеличение уровня свободных жирных кислот и сохранение нормального уровня кетоновых тел в состоянии комы у крыс, перенесших серию гипогликемических ком, отражает активацию контринсулярного аппарата.

У животных, подвергнутых гиперинсулинизации, наблюдается существенное увеличение содержания мочевины в крови и активности глутаминазы, глутаматдегидрогеназы, аминотрансфераз и сукцинатдегидрогеназы в печени. Выявленные изменения также связаны с активацией контринсулярного аппарата, в частности, с увеличением эффектов глюкагона и глюкокортикоидов. Глюкагон увеличивает активность глутаминазы в гепатоцитах, повышает включение азота глутамина в мочевину, а также захват аминокислот печенью (Charlton, Nair, 1998; Nissim etal., 1999).

Экспрессия гена глутаминазы при этом осуществляется параллельно с экспрессией генов ключевых ферментов глюконеогенеза и синтеза мочевины (Watford, 1993). Увеличение уровня глюкокортикоидов в крови даже в физиологических пределах таюке приводит к увеличению распада белков и использования углеродных скелетов аминокислот в процессе глюконеогенеза (Horber, Haymond, 1990). Инсулин не препятствует активации глюконеогенеза в печени, особенно при высокой концентрации свободных жирных кислот в крови (Staehr et al., 2003). Гормон ингибирует преимущественно гликогенолиз, а не глюконеогенез (Gastaldelli et al., 2001; Adlcins et al., 2003) и инсулиновая гипогликемия может приводить к увеличению образования глюкозы в печени (Edgerton et al., 2002).

Фактором, способствующим активации глюконеогенеза, является и выявленное в настоящем исследовании нарастание уровня свободных жирных кислот в состоянии комы у крыс, перенесших серию ком (Staehr et al., 2003). Через 48 часов после купирования последней комы из серии гипогликемических ком у экспериментальных животных также проявляется некоторое увеличение интенсивности азотистого обмена. У этих животных выявлено увеличение активности кислых протеаз в печени и активность кислых и нейтральных протеаз в скелетной мышце.

Наиболее вероятной причиной обнаруженных изменений также является активация контринсулярного аппарата, в частности, увеличение уровня глюкокортикоидов (Horber, Haymond, 1990). Признаки усиления катаболизма азотсодержащих соединений у этих животных представляются особенно явными в сравнении с животными, обследованными в период реституции после 1-й гипогликемической комы. По-видимому, усиление катаболизма белков при многократно повторяющейся инсулиновой гипогликемии является достаточно стойким. Стабильное усиление катаболизма аминокислот, интенсивное использование их для глюконеогенеза может в конечном итоге нарушать субстратное обеспечение протеиносинтеза.

Таким образом, при многократном воздействии высоких доз инсулина метаболическая реакция на введение гормона обусловлена активацией контринсулярного аппарата, а собственно инсулиновые эффекты не являются доминирующими. В результате увеличиваются возможности энергообеспечения тканей за счет свободных жирных кислот, кетоновых тел и аминокислот. В отношении головного мозга увеличение возможностей энергообеспечения за счет свободных жирных кислот и аминокислот представляется малозначимым, поскольку эти субстраты имеют относительно малую скорость переноса через гематоэнцефалический барьер. Активация глюконеогенеза в печени крыс, подвергнутых гиперинсулинизации, также не способна вносить существенный вклад в поддержание уровня глюкозы в крови в отношении обеспечения ею головного мозга. Время впадения в комы, в первую и во все последующие у животных, неоднократно переносивших гипогликемию, было практически одинаковым, менялось случайным образом для каждого экспериментального животного и не зависело от количества ранее перенесенных коматозных состояний. Необходимо отметить, что в отношении показателей азотистого обмена неоднократно перенесенная гипогликемия вызывала комплекс патохимических изменений, сходный с таковым при сахарном диабете. Другими словами, гипогликемия, возникающая в ходе лечения сахарного диабета, способна увеличивать нарушения, характерные для этого заболевания.

При изучении изменений метаболизма в мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемическую кому, выбор исследованных показателей был обусловлен особенностями обмена глюкозы в головном мозгевысокой интенсивностью гликолиза, цикла Кребса и тесной связью обмена глюкозы и аминокислот группы глутаминовой кислоты, т. е. в значительной мере теми параметрами, которые определялись у крыс с однократной гипогликемией и в ранние сроки после купирования ее глюкозой, а также показателями, изменения которых непосредственно отражают повреждение клеток. К последним относятся, прежде всего, показатели, характеризующие состояние перекисного окисления липидов.

Исследовали мозг животных, неоднократно перенесших гипогликемию (7−9 гипогликемических ком с интервалом в 2 дня) через 48 часов после купирования последней комы глюкозой и в состоянии последней комы из серии ком. В отношении поиска нарушений обмена такой подход представляется более информативным: нарушения обмена, возникшие в мозге в результате предшествующих гипогликемий, способны вызывать большие нарушения при последующей нейрогликопении. Животные экспериментальной группы «48 часов после купирования последней комы глюкозой» также представляют собой «исходный уровень» для крыс, впадающих в «последнюю кому». Это делает возможным сравнение изменений обмена в мозге, возникающих в состояниях первой и последней ком, и в состоянии последней комы и через 48 часов после ее купирования глюкозой.

Изучение параметров энергетического обмена, характеризующих состояние, главным образом, ферментных систем гликолиза и цикла Кребса, позволило выявить различия в изменении исследуемых показателей в мозге экспериментальных животных, находящихся в состоянии первой гипогликемической комы и в состоянии гипогликемической комы у животных, неоднократно перенесших гипогликемию.

В отличие от животных, находящихся в состоянии первой гипогликемической комы, в состоянии комы у крыс, неоднократно перенесших гипогликемию, интенсивность гликогенолиза и гликолиза в мозге животных в состоянии последней комы существенно снижена. При этом в исследованных отделах мозга не уменьшается количество гликогена. Снижение скорости образования лактата при использовании гликогена в качестве исходного субстрата обнаружено в стволе мозга и через 48 час после купирования последней гипогликемической комы. Следовательно, нарушения распада гликогена в стволовых структурах мозга у животных, многократно подвергнутых воздействию гипогликемии, сохраняются длительное время после купирования гипогликемической комы. Вне зависимости от конкретных причин выявленных изменений их следует рассматривать как весьма неблагоприятные.

Нарушение использования гликогена в мозге является одним из важнейших свидетельств расстройства обмена в нервной ткани при различных патологических состояниях (Magistretti, Pellerin, 1996; Brown, 2004). Угнетение гликолитической энергопродукции имеет существенное значение в нарушении функций мозга (Lipton, Robacker, 1983; Lipton, 1991; Ames, 2000). Процессы гликогенолиза и гликолиза эффективно осуществляются в астроцитахгликоген мозга сосредоточен преимущественно в этих клетках (Magistretti, Pellerin, 1996).

Гликолитическая энергопродукция в астроцитах имеет большое значение в зависимом от работы Na+, K±ATOa3bi удалении К+ из внеклеточной жидкости и поддержании, тем самым, мембранного потенциала покоя нейронов, а также в обеспечении На±зависимого захвата глутамата астроцитами и уменьшении его концентрации в межклеточном пространстве (Pellerin, Magistretti, 1994).

Л I.

Гликолитическая энергопродукция играет особую роль в транспорте Са в клетках мозга (Erecinska et al., 1996). Образующийся в ходе гликолиза и гликогенолиза лактат выделяется в межклеточные пространства, захватывается нейронами и используется ими в качестве энергетического субстрата (Ames, 2000; Brown, 2004). Продукция молочной кислоты астроцитами имеет значение в регуляции концентрации Н+ во внеклеточной жидкостиуменьшает сродство Ы-метил-О-аспартат (NMDA) рецепторов к глутамату и аспартату (Tombaugh, Sapolsky, 1993). Лактат препятствует развитию эксайтотоксических эффектов глутамата (Ros et al., 2001), предупреждает нарушения обмена аминокислот, падение уровня АТФ и способствует выживанию нейронов в отсутствии глюкозы (Zeevalk, Nicklas, 2000).

Механизм гибели нейронов при гипогликемии и других неблагоприятных воздействиях имеет эксайтотоксическую природу, что предполагает увеличение концентрации глутамата (и аспартата) в межклеточных пространствах, избыточную активацию рецепторов глутамата (преимущественно NMDA-рецепторов) и нарушения гомеостазиса Са2+ в мозге (Auer, 1986; Голубев, 1994; Телушкин, 1998; Телушкин, Ноздрачев, 1999). Уменьшение интенсивности гликолиза и гликогенолиза в мозге крыс, неоднократно перенесших гипогликемию, является фактором, безусловно способствующим повреждению нейронов.

Изменений активности лактатдегидрогеназы, пируватдегидрогеназы и сукцинатдегидрогеназы у животных, подвергнутых однократной и возобновляющейся гипогликемии в исследованных отделах мозга не выявлено. Активность а-кетоглутаратдегидрогеназы обнаруживает тенденцию к уменьшению в исследованных отделах мозга у животных в состоянии 1-й гипогликемической комы. В состоянии последней гипогликемической комы у крыс, перенесших серию ком, наблюдается уменьшение активности а—кетоглутаратдегидрогеназы в исследованных отделах мозга на 15−21%, более выраженное в стволе мозгатенденция к снижению активности фермента сохраняется и через 48 часов после купирования последней комы. В отличие от животных, находящихся в состоянии первой гипогликемической комы и через 48 часов после купирования ее глюкозой, у крыс, перенесших серию гипогликемических ком, в состоянии последней комы и через 48 час после купирования ее глюкозой наблюдается уменьшение активности дегидрогеназы восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида (НАДН-ДГ) в стволе мозга на 15−17%. Наиболее вероятной причиной уменьшения активности а-кетоглутаратдегидрогеназы и НАДН-ДГ является их повреждение в ходе активации окислительного стресса.

1-й комплекс дыхательной цепи внутренней мембраны митохондрий и а-кетоглутаратдегидрогеназа особо подвержены окислительному повреждению (Lenaz et al., 1997; Sheu, Blass, 1999; Chinopoulos, Adam-Vizi, 2001; Kumar et al., 2003). Именно а-кетоглутаратдегидрогеназный комплекс, но не пируватдегидрогеназный комплекс, обнаруживает уменьшение активности в случае активации окислительного стресса (Kumar et al., 2003). Уменьшение активности а-кетоглутаратдегидрогеназы и НАДН-ДГ в мозге животных, перенесших серию гипогликемических ком, следует рассматривать как явно неблагоприятные, поскольку снижение активности этих ферментов способно приводить к уменьшению продукции и окисления восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида и к нарушению образования АТФ в нервной ткани (Kumar et al., 2003).

Таким образом, у животных, перенесших тяжелую гипогликемию неоднократно, в исследованных отделах мозга наблюдается снижение гликолитической и митохондриальной энергопродукции (снижение активности гликолитических и митохондриальных энергопродуцирующих систем).

Тесная связь между метаболизмом глюкозы и аминокислот группы глутаминовой кислоты в нервной ткани, вызвала интерес к исследованию показателей обмена аминокислот в мозге эспериментальных животных при неоднократном воздействии гипогликемических доз инсулина.

В наших исследованиях не выявлено изменений активности аланинаминотрансферазы, аспартатаминотрансферазы, ГАМКаминотрансферазы, глутаматдекарбоксилазы и глутаматдегидрогеназы в мозге крыс в состоянии однократной гипогликемической комы, в ранние сроки после купирования ее глюкозой и через 48 часов после перенесенного воздействия. Изменения содержания аланина, аспартата, глутамата и ГАМК у животных в состоянии 1-й комы и в состоянии комы у крыс, перенесших серию гипогликемических ком, в исследованных отделах мозга оказались практически одинаковыми. Через 48 часов после купирования однократной гипогликемической комы изменений уровня исследованных аминокислот в обследованных отделах мозга не выявлено.

У животных, перенесших серию ком, в состоянии последней гипогликемической комы и у крыс, перенесших серию ком через 48 часов после купирования последней гипогликемической комы в больших полушариях мозга обнаружено уменьшение активности глутаматдекарбоксилазы и выраженное снижение активности глутаминазы. При этом содержание ГАМК в стволе мозга крыс, перенесших серию гипогликемических ком, существенно снижено и не отличается от уровня ГАМК в столе мозга животных в состоянии собственно гипогликемической комы. Синтез ГАМК зависит от глутамина как источника глутамата in vitro и in vivo (Van den Berg, 1972; Balazs et al., 1973; Sonnewald et al., 1993; Patel et al., 2000). Уменьшение активности глутаминазы и глутаматдекарбоксилазы, снижение интенсивности гликолиза в мозге животных, неоднократно перенесших тяжелую гипогликемию, свидетельствует о серьезных нарушениях в обмене углеродных скелетов аминокислот и а-аминоазота между нейронами и астроглией (Schousboe et al., 1993; Pellerin, Magistretti, 1994; Pellerin etal., 1998; Waagepetersen et al., 2000). ГАМК образуется в глутаматдекарбоксилазной реакции из глутамата, который образуется в глутаминазной реакции из глутамина (Sonnewald et al., 1993; Honegger et al., 2002).

Таким образом, у крыс, перенесших серию гипогликемических ком, в больших полушариях мозга наблюдается уменьшение активности обоих ферментов синтеза ГАМК — глутаминазы и глутаматдекарбоксилазы. Возможно, выявленные изменения активности ферментов относятся именно к ГАМК-ергическим нейронам, поскольку эти нейроны обладают относительно высокой фосфатзависимой глутаминазной активностью (Larsson et al., 1985; Hogstag et al., 1988).

Большое количество тел ГАМК-эргических нейронов находится в базальных ганглиях больших полушарий мозга. Их аксоны формируют стрионигральные и паллидонигральные пути, образуя синапсы на телах нейронов черной субстанции и отдавая коллатерали к нейронам других ядер среднего мозга (Бархатова, 1988). Падение уровня ГАМК в стволе мозга у животных, неоднократно подвергнутых гипогликемии, может быть связано с сокращением медиаторного пула ГАМК, в частности, выделяющейся окончаниями стриои паллидонигральных путей. ГАМК оказывает защитное действие при гиперактивации нейронов (Ylinen et al., 1991) и уменьшает повреждение нейронов при ишемии (Johansen et al., 1991).

Снижение уровня ГАМК в стволе мозга, имеющее стойкий характер и вызванное неоднократной гипогликемией, может явиться причиной уменьшения резистентности нейронов этого отдела мозга к последующим эпизодам гипогликемии и другим неблагоприятным воздействиям и способствовать их повреждению. Этому может содействовать и угнетение интенсивности гликогенолиза и снижение активности а-кетоглутаратдегидрогеназы и активности дегидрогеназы восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида (НАДН-ДГ) в стволе мозга, продемонстрированные в тех же условиях эксперимента. Черная субстанция ствола мозга играет ключевую роль в развитии судорожных припадков различной этиологии (Moche et al., 1993). Угнетение ГАМК-эргических тормозных воздействий на структуры ствола мозга может приводить к увеличению судорожной готовности нейронов в восстановительном периоде после неоднократно перенесенной гипогликемии.

В состоянии первой гипогликемической комы у экспериментальных животных выявлено увеличение активности аденозинмонофосфатдезаминазы в исследованных отделах мозга на 13−20%- через 48 часов после купирования первой гипогликемической комы изменений активности фермента в мозге животных не наблюдается. У крыс, перенесших серию гипогликемических ком, в состоянии последней комы активность аденозинмонофосфатдезаминазы в исследованных отделах мозга оказалась увеличенной на 31−39%. Через 48 часов после купирования последней комы из серии гипогликемических ком активность аденозинмонофосфатдезаминазы в исследованных отделах мозга превышает уровень контроля на 22−45%, при этом в больших полушариях мозга уменьшается уровень аспартата на 10%. Снижение уровня аспартата и увеличение активности аденозинмонофосфатдезаминазы в больших полушариях мозга крыс, перенесших серию гипогликемических ком, свидетельствует об активации пуринового нуклеотидного цикла (Bogusky et al., 1976; Schultz, Lowenstein, 1976; Конн, Либертал, 1983; Borza et al., 2003). Увеличение интенсивности непрямого дезаминирования аспартата в реакциях пуринового цикла способно приводить к увеличению образования аммиака в нервной ткани (Butterworth, 1998; Borza et al., 2003), катаболизма пуриновых нуклеотидов (Borza et al., 2003) и увеличению продукции активных форм кислорода в ксантиноксидазной реакции (Halliwell, 1992), а также уменьшает субстратное обеспечение малат-аспартатного шунта в мозге (Hertz et al., 2000).

Активация перекисного окисления биомолекул, в частности, перекисного окисления липидов является обязательным этапом повреждения клеток и механизмом, приводящим к повреждению нейроцитов по существу вне зависимости от природы патогенного воздействия (Halliwel, 1992; Gerlach et al., 1994 и др.). Поэтому определение наиболее неблагоприятных нарушений метаболизма, способствующих повреждению нейронов при гипогликемии и развитию постгипогликемической энцефалопатии, требует оценки интенсивности процессов перекисного окисления и системы антиоксидантной защиты в мозге.

Оценка интенсивности процессов перекисного окисления липидов предполагает исследование показателей, характеризующих: 1) собственно процесс перекисного окисления липидов (уровни малонового диальдегида и диеновых коньюгатов), 2) систему антиоксидантной защиты (активности супероксиддисмутазы, глутатионредуктазы и продуцирующих восстановленную форму никотинадениндинуклеотидфосфата (НАДФ-зависимых) дегидрогеназ и 3) изменения параметров (показателей), наиболее вероятно обусловленных активацией процессов перекисного окисления — активности протеаз и моноаминооксидазы в мозге (Halliwel, 1992, 2006). Исследование активности никотинамидадениндинуклеотидфосфат-зависимых дегидрогеназ в мозге при гипогликемии представляет интерес также в том отношении, что источником субстратов, окисление которых приводит к образованию восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотидфосфата (НАДФН), является преимущественно глюкоза.

В настоящей работе интенсивность перекисного окисления липидов в мозге крыс при гипогликемии оценивали по содержанию диеновых коньюгатов и накоплению малонового диальдегида, уровень антиоксидантной защиты — по активности супероксиддисмутазы, глутатионредуктазы и НАДФН — продуцирующих дегидрогеназ. В качестве параметров (показателей), наиболее вероятно обусловленных активацией перекисного окисления исследовали активность моноаминооксидазы и протеолитических ферментов в мозге крыс при гипогликемии (Горкин, 1981; Halliwel, 1992, 2006).

У крыс в состоянии первой гипогликемической комы изменений исходного уровня диеновых коньюгатов и малонового диальдегида и накопления малонового диальдегида при инкубации гомогенатов исследованных отделов мозга в присутствии Fe2+ и аскорбата не наблюдается. У животных, перенесших серию гипогликемических ком, через 48 часов после купирования последней комы изменений в накоплении малонового диальдегида в гомогенатах больших полушарий мозга также не выявлено. В гомогенатах ствола мозга наблюдается увеличение образования малонового диальдегида во все сроки инкубации на 25−30% как в присутствии, так и без добавления в среду Fe2+ и аскорбата. Увеличение уровня малонового диальдегида в мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемию, также было продемонстрировано в экспериментах с использованием срезов мозга. В целом, увеличение скорости накопления малонового диальдегида однозначно свидетельствует о стимуляции процессов перекисного окисления липидов в мозге крыс, подвергнутых многократной гиперинсулинизации.

Стимуляция процессов перекисного окисления у животных, перенесших серию гипогликемических ком, связана с нарушением системы антиоксидантной защиты. ' Свидетельствами нарушения системы антиоксидантной защиты являются выявленные в настоящем эксперименте уменьшение активности супероксиддисмутазы и НАДФН — продуцирующих дегидрогеназ.

Активность супероксиддисмутазы у крыс в состоянии первой гипогликемической комы уменьшается в стволе мозга на 21%, однако через 30 мин после купирования комы активность фермента в исследованных отделах мозга не отличается от величины показателя у контрольных животных. У животных, перенесших серию гипогликемических ком, через 48 часов после купирования последней комы активность супероксиддисмутазы в исследованных отделах мозга оказалась значительно сниженной (на 3951%). В отличие от животных в состоянии первой гипогликемической комы в больших полушариях мозга крыс, перенесших серию ком, также наблюдается уменьшение активности глутатионредуктазы.

В состоянии первой гипогликемической комы у экспериментальных животных наблюдается уменьшение активности глюкозо-6фосфатдегидрогеназы в исследованных отделах мозга на 45−55% и активности митохондриальной никотинамидадениндинуклеотидфосфат-зависимой изоцитратдегидрогеназы (НАДФ-ИЦДГ) на 11−15%. Через 30 мин после купирования первой гипогликемической комы изменений величины исследованных НАДФ-зависимых дегидрогеназ не наблюдается. У животных, перенесших серию гипогликемических ком, уменьшение активности глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы в больших полушариях мозга выявлено и через 48 час после купирования последней комы. При этом в стволе мозга подопытных животных обнаруживается значительное (на 37%) уменьшение активности митохондриальной НАДФ-ИЦДГ. В отличие от животных, находящихся в состоянии первой гипогликемической комы и в ранние сроки после купирования ее глюкозой, у крыс, перенесших серию гипогликемических ком, наблюдается уменьшение активности цитоплазматической НАДФ-ИЦДГ в исследованных отделах мозга на 7−10% и активности цитоплазматической никотинамидадениндинуклеотидфосфат-зависимой малатдегидрогеназы (НАДФ-МДГ) в стволе мозга на 22%.

Таким образом, наибольшие изменения при использованном воздействии обнаруживают активности глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы и митохондриальной НАДФ-ИЦДГ в мозге, уменьшение активности цитоплазматических НАДФ-ИЦДГ и НАДФ-МДГ наблюдается только у животных, перенесших серию ком и уменьшение активности митохондриальной НАДФ-ИЦДГ и цитоплазматической НАДФ-МДГ более выражены у животных, перенесших серию ком, в структурах ствола мозга.

Выявленные изменения активности НАДФ-зависимых дегидрогеназ имеют явно неблагоприятный характер, поскольку свидетельствуют об уменьшении продукции восстановленных форм никотинамид-адениндинуклеотидфосфата (НАДФН), и тем самым, снижении мощности антиоксидантных систем в мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемию. Большинство выявленных изменений активности НАДФ-зависимых ферментов наблюдается в стволе мозга, структуры которого (в частности, черная субстанция) наиболее подвержены окислительному повреждению. Уменьшение активности НАДФ-зависимых дегидрогеназ, кроме того, что потенциально способствует развитию окислительного стресса, может быть следствием и свидетельством его развития (Cadet, Brannock, 1998). Если не бояться банальностей, то возникает «порочный круг»: уменьшение продукции восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотидфосфата (НАДФН) — нарушение обезвреживания активных форм кислорода — повреждение НАДФН-продуцирующих дегидрогеназ — уменьшение продукции НАДФН.

Итогом активации перекисного окисления липидов является нарушение целостности клеточных мембран. В наших экспериментах обнаружено увеличение выхода лактатдегидрогеназы в гипотоническую среду инкубации из срезов мозга крыс, перенесших серию гипогликемических ком, более выраженное при добавлении в среду инкубации срезов Fe и аскорбата.

Индукция протеаз также является свидетельством окислительного повреждения (Halliwel, 1992). Изменений активности нейтральных и кислых протеаз в исследованных отделах мозга крыс в состоянии первой гипогликемической комы и после купирования ее глюкозой не выявлено. В стволе (но не в больших полушариях) мозга крыс, неоднократно перенесших гипогликемию, наблюдается существенное (на 20−28%) увеличение активности нейтральных и кислых протеаз.

Моноаминооксидаза обнаруживает высокую чувствительность к окислительному стрессу, которая выражается в снижении активности при использовании природных субстратов и к расширению спектра относительной специфичности фермента (Горкин, 1981; Горошинская и соавт., 1989; Горошинская, Нескубина, 1999). У животных, находящихся в состоянии гипогликемической комы, наблюдалось уменьшение активности моноаминооксидазы в больших полушариях мозга при использовании в качестве субстрата тирамина на 20% и уменьшение активности моноаминооксидазы в стволе мозга при использовании в качестве субстратов тирамина, серотонина и дофамина на 24−28%, а также явная тенденция к увеличению накопления аммиака при инкубации митохондриальной фракции с глюкозамином.

Через 12 час после купирования однократной гипогликемической комы статистически достоверных изменений активности моноаминооксидазы при использовании всех исследованных субстратов не обнаружено. На вторые сутки после купирования однократной гипогликемической комы в исследованных отделах мозга наблюдалось уменьшение активности фермента при использовании в качестве субстратов серотонина на 32−35% и тирамина на 14−16%, а также увеличение моноаминооксидазной активности при использовании в качестве субстрата глюкозамина в больших полушариях мозга в 2,2 раза и в стволе мозга в 2,7 раза. У крыс, перенесших серию гипогликемических ком, в больших полушариях мозга наблюдалось уменьшение активности моноаминооксидазы при использовании в качестве субстрата фермента тирамина на 23%- в стволе мозга выявлено уменьшение активности моноаминооксидазы при использовании в качестве субстрата серотонина на 40%, тирамина на 22% и дофамина на 24%. У животных этой экспериментальной группы наблюдалось увеличение образования аммиака при инкубации митохондриальных фракций, полученных из больших полушарий мохга и ствола мозга с глюкозамином соответственно в 2.6 и 3.5 раза.

Общий характер изменений моноаминооксидазной активности очевиден: как в состоянии первой гипогликемической комы и после купирования ее глюкозой, так и у животных, неоднократно перенесших гипогликемию, активность моноаминооксидазы при использовании природных субстратов в исследованных отделах мозга уменьшалась, а скорость образования аммиака при использовании глюкозаминаувеличивалась. При этом в стволе мозга уменьшение активности фермента наблюдалось при использовании всех специфических субстратов, вносившихся в среду инкубации в данном эксперименте, тогда как в больших полушариях мозга обнаруживалось уменьшение активности фермента только при использовании тирамина.

Увеличение образования аммиака при инкубации митохондриальных фракций, полученных из больших полушарий мозга и ствола мозга, с глюкозамином более выражено через 48 часов после купирования 1-й комы и еще более выражено через 48 часов после купирования последней комы из серии гипогликемических ком. При этом наибольшие изменения моноаминооксидазной активности при использовании в качестве субстрата глюкозамина наблюдались в стволе мозга.

Уменьшение активности моноаминооксидазы, продемонстрированное в настоящем исследовании, может быть результатом окислительного стресса и окисления сульфгидрильных групп активного центра фермента (Sablin, Ramsay, 1988; Hubalek et al., 2003). Окисление моноаминооксидазой веществ, в норме не являющихся субстратами фермента, приводит к увеличению продукции активных форм кислорода и дальнейшей активации процессов перекисного окисления, ускорению катаболизма компонентов клеточных мембран, а также к дополнительному образованию аммиака в нервной ткани (Горкин, 1981; Halliwell, 2006).

К увеличению образования аммиака в мозге крыс, неоднократно перенесших гипогликемию, приводит также и активация цикла пуриновых нуклеотидов, продемонстрированная в настоящем исследовании.

Таким образом, многократное воздействие гипогликемических доз инсулина приводит к активации процессов перекисного окисления липидов, увеличению активности протеаз, снижению активности супер-оксиддисмутазы и продуцирующих восстановленную форму никотинамидадениндинуклеотидфосфата дегидрогеназ и к изменению субстратной специфичности моноаминооксидазы в мозге. Большинство выявленных изменений обнаруживается в стволе мозга.

В стволе мозга животных, неоднократно перенесших гипогликемию, наблюдается уменьшение интенсивности гликогенолиза, активности дегидрогеназы восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида (НАДН-ДГ) и активности а-кетоглутаратдегидрогеназы. Содержание у-аминомасляной кислоты (ГАМК) в стволе мозга крыс, перенесших серию гипогликемических ком, через 48 часов после купирования последней комы существенно снижено и не отличается от уровня ГАМК в этом отделе мозга животных в состоянии собственно гипогликемической комы. Активация протеолитических ферментов и более выраженные изменения активности и субстратной специфичности моноаминооксидазы и активности никотинамидадениндинуклеотидфосфат-зависимых дегидрогеназ также наблюдаются в стволе мозга. Наиболее вероятной причиной обнаруженных изменений активности ферментов является их повреждение в результате активации окислительного стресса.

1-й комплекс дыхательной цепи и а-кетоглутаратдегидрогеназный комплекс особо подвержены окислительному повреждению (Lenaz et al., 1997; Sheu, Blass, 1999; Chinopoulos, Adam-Vizi, 2001; Kumar et al., 2003). Именно а-кетогглутаратдегидрогеназный комплекс, но не пируватдегидрогеназный комплекс, обнаруживает уменьшение активности в случае активации окислительного стресса (Kumar et al., 2003). Уменьшение интенсивности гликогенолиза, активности а-кетоглутаратдегидрогеназы и дегидрогеназы восстановленной формы никотинамидадениндинуклеотида в стволе мозга животных, перенесших серию гипогликемических ком, свидетельствует о серьезных нарушениях энергетического обмена (энергопродукции) в этом отделе мозга вследствие неоднократно возникающей нейрогликопении.

Необходимо отметить, что нарушения энергетического обмена, в свою очередь, способствуют развитию окислительного повреждения клеток (Halliwell, 1992) и, таким образом, нарушения энергетического обмена в стволе мозга способствуют активации процессов перекисного окисления в этом отделе мозга.

Высокая уязвимость структур ствола мозга к повреждению при гипогликемии, продемонстрированная в наших экспериментах, по-видимому, связана с большим содержанием в них липидов и, соответственно, с потенциально большим количеством продуктов перекисного окисления, которые способствуют уменьшению активности дегидрогеназ, супероксиддисмутазы и индукции протеаз. С другой стороны, отделы ствола мозга более чувствительны к окислительному повреждению, поскольку содержат большие количества ионов железа, накапливаемых меланином допаминэргических нейронов и освобождаемых при неблагоприятных воздействиях на мозг (Gerlach et al., 1994).

Существуют повреждения, возникающие на уровне клетки, и существуют повреждения мозга как механизма, характер которых связан с повреждением нейронных цепей. К первым в полной мере (в любой последовательности изложения) относятся изменения уровня субстратов и активности ферментов энергетического обмена в мозге и активация процессов перекисного окисления липидов в мозге в мозге. К последним можно отнести изменения активности глутаминазы и глутаматдекарбоксилазы в больших полушариях мозга и уменьшении уровня у-аминомасляной кислоты в стволе мозга, способные вызывать большие повреждения (уменьшение энергопродукции и стимуляция перекисного окисления липидов) в структурах ствола мозга.

Обсуждение основных результатов работы проводилось нами, в основном, применительно к цели исследования, которая, как указано выше, состояла в определении возможных стойких нарушений метаболизма в мозге животных при гипогликемии. Вместе с тем изменения ряда показателей позволяют также высказать предположение о возможном их физиологическом значении: полученные результаты могут свидетельствовать об увеличении использования кетоновых тел мозгом животных, неоднократно перенесших инсулиновую гипогликемию.

Кетоновые тела не являются значимыми субстратами окисления в мозге взрослых млекопитающих, если только не уменьшается уровень глюкозы в крови (Owen et al., 1967; Redies et al., 1989; Guzman, Blazquez 2001; Schwechter, 2003). Однако при голодании мозг получает кетоновые тела из крови (Gjedde, Crone, 1975), транспорт кетоновых тел в мозг при голодании увеличивается за счет увеличения количества транспортеров через гематоэнцефалический барьер (Pan et al., 2001) и нейроны способны окислять кетоновые тела (Pan et al., 2002). Сочетанные гипогликемия и гиперкетонемия приводят к увеличению активности в митохондриях мозга сукцинил-КоА-ацетоацетил-КоА трансферазы, ключевого фермента, регулирующего окисление кетоновых тел (Fredericks, Ramsey, 1978).

Кетоновые тела непосредственно окисляются в митохондриях, в избытке обеспечивая цикл Кребса ацетил-КоА (Nehlig, Pereira de Vasconcelos 1993; Sato et al., 1995; Veech et al., 2001). Окисление кетоновых тел в мозге приводит к увеличению уровня интермедиатов цикла Кребса (от цитрата до а-кетоглутарата) и увеличению продукции АТФ в митохондриях (Sato et al., 1995; Veech et al., 2001), создавая, тем самым, условия для ингибирования гликолиза (Greene et al., 2003). То, что окисление кетоновых тел способно обеспечивать продукцию АТФ в мозге, минуя гликолитическую энергопродукцию, рассматривают как фактор, уменьшающий судорожную активность нейронов. (Greene et al., 2001, 2003). Увеличение окисления кетоновых тел приводит к уменьшению уровня аспартата в мозге (Veech et al., 2001; Yudkoff et al., 2001; Greene et al., 2003). Снижение в мозге концентрации аспартата при окислении кетоновых тел рассматривается как один из элементов обоснования целесообразности назначения низкокалорийной диеты пациентам с эпилепсией (Veech et al., 2001).

Стойкое уменьшение содержания глюкозы и увеличение уровня кетоновых тел в крови способно приводить к изменениям экспрессии в клетках мозга различных генов, прежде всего ферментов энергетического обмена и транспортеров субстратов через гематоэнцефалический барьер. Такие изменения включают уменьшение экспрессии генов гликолитических ферментов, увеличение экспрессии генов дыхательных ферментов и изменения экспрессии генов транспортеров глюкозы и кетоновых тел через гематоэнцефалический барьер (Pellerin, Magistretti, 1994; Pellerin et al., 1998; Lee et al., 2000; Dhahbi et al., 2001; Leino et al., 2001; Cullingford et al., 2002; Lin et al., 2002; Koubova, Guarente, 2003). В частности, увеличение окисления кетоновых тел приводит к уменьшению активности моноаминооксидазы и к увеличивает активность Na+, K±ATPa3bi в мозге крыс (Kaur, Kaur 1990; Veech et al, 2001).

В наших экспериментах у животных, неоднократно перенесших гипогликемию, содержание кетоновых тел и свободных жирных кислот в крови в состоянии гипогликемической комы поддерживалось на высоком уровне, в мозге наблюдалось уменьшение интенсивности гликолиза и гликогенолиза и сохранялся высокий уровень гликогена. В восстановительном периоде после купирования последней комы у крыс, перенесших серию ком, в мозге уменьшалось количество аспартата, увеличивалась активность никотинамидадениндинуклеотид-зависимой изоцитратдегидрогеназы и активность Ыа+, К±АТРазы, уменьшалась активность моноаминооксидазы. С учетом приведенных выше литературных данных, выявленные изменения можно интерпретировать как свидетельства увеличения окисления кетоновых тел мозгом экспериментальных животных, неоднократно перенесших инсулиновую гипогликемию.

Изменения метаболизма, наблюдаемые в головном мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемию, по-видимому, являются следствием «суммации неблагоприятных изменений», в значительной мере обусловлены теми нарушениями, повреждениями, тем «напряжением обмена», возникшим в результате перенесенного воздействия и снижающим резистентность, толерантность к последующему патогенному, неблагоприятному воздействию. Гипогликемическая кома в клинике внутренних болезней, кроме того, что неоднократна, чаще всего наблюдается у пациентов с сахарным диабетом, т. е. в этом случае патогенное воздействие (гипогликемическая кома) развивается у пациентов, a priori имеющих нарушения обмена в мозге, связанные с основным заболеванием. То, что гипогликемическая кома, «возникающая на патологически измененном фоне», способна приводить к большим нарушениям обмена, было продемонстрировано нами в опытах на животных с экспериментальным сахарным диабетом.

У крыс с аллоксановым диабетом уже однократная гипогликемия приводит к уменьшению интенсивности гликолиза и гликогенолиза в исследованных отделах мозга. При этом в стволе мозга наблюдается уменьшение активности окислительных ферментов. Инсулиновая гипогликемия у крыс с экспериментальным сахарным диабетом приводит к увеличению использования аминокислот для покрытия энергозатрат миокарда, что может приводить к нарушению субстратного обеспечения протеиносинтеза и усугублять нарушения белкового обмена в сердце при сахарном диабете (Потапов и соавт., 2006). В наших экспериментах было продемонстрировано также, что даже относительно умеренная гипогликемия, возникающая неоднократно, приводит к повреждению нейронов наиболее уязвимых структур мозга (Неополитанский и соавт., 1999).

Изменения метаболизма, наблюдаемые в головном мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемию, в целом имеют неблагоприятный характер и отражают этапы развития повреждений клеток мозга. Их основной причиной является нейрогликопения. Вместе с тем в ходе развития процесса повреждения клетки подчас трудно установить причинно-следственные связи между изменениями показателей различных видов обмена, которые, как таковые, существуют только в нашем сознании, поскольку метаболизм представляет себой единое целое. Кроме того, внутриклеточная, а в нервной ткани еще и выраженная межклеточная компартментализация метаболизма создает дополнительные трудности в обсуждении изменений исследованных показателей. В процентном отношении выявленные изменения невелики, однако, в совокупности (взятые вместе) свидетельствуют о серьезных нарушениях метаболизма в мозге животных, неоднократно перенесших гипогликемию.

В некотором смысле напрашивается аналогия с патогенезом, например, атеросклероза или ожирения, которые определяются как аддитивно-полигенная патология с пороговым коэффициентом по внешнему воздействию (Зайчик, Чурилов, 2 ООО). Смысловой пересказ — взаимодополняющаяся многопричинность" - представляется не лишенным смысла в отношении обсуждения выявленных нарушений метаболизма в мозге крыс, неоднократно перенесших гипогликемию. Взятые отдельно, выявленные нарушения представляются незначительными, однако совокупность их складывается в комплекс изменений, характеризующий повреждение нервных клеток при неблагоприятном воздействии, включающий в себя нарушения энергетического обмена, метаболизма медиаторных аминокислот и активацию процессов перекисного окисления липидов.

Показать весь текст

Список литературы

  1. И.Г. Нейроиммуноэндокринология: факты и гипотезы // Пробл. эндокринол. 1997. Т.43. № 1. С. 3 9.
  2. М.И. Сахарный диабет. М.: Медицина. 1994. 383 с.
  3. М.И. Диабетология. М.: Медицина. 2000. 672 с.
  4. В.Г., Соколоверова И. М., Гаспарян Э. Г., Ярошевский Ю. А., Никитин А. И. Экспериментальный сахарный диабет. Роль в клинической диабетологии II Л.: Наука, 1983. 240 с.
  5. В.П. Нейротрансмиттеры и экстрапирамидная патология. М.: Медицина. 1988. 176 с.
  6. А.А. Парадоксы окислительного метаболизма мозга // Биохимия. 1995. Т. 60. № 9. С. 1536 1542.
  7. Я., Бурешова О., Хьюстон Д. П. Методики и основные эксперименты по изучению мозга и поведения. М.: Высш. шк., 1991. 399 с.
  8. ВеревкинаИ.В., АснинаВ.В., Горкин В.3., Машковский М. Д. Избирательное ингибирование пиразидолом моноаминооксидазы типа, А в головном мозгу крысы и человека // Нейрохимия. 1987. Т.6. № 3. С. 332 339.
  9. С.М., Лапицкий В. П., Сытинский И. А. Действие производных гамма-аминомасляной кислоты на биоэлектрическую активность метаторакального ганглия сверчка // Вестник ЛГУ. 1973. № 21. С. 75−81.
  10. С.Н. Гипогликемия. Гипогликемический симптомокомплекс. М.: Медицина. 1970. 236 с.
  11. И.А., Флеров М. А., Вьюшина А. В. Влияние пренатального стресса на свободнорадикальное окисление липидов головного мозга крыс в постнатальном онтогенезе//Нейрохимия. 2005. Т.22. № 2. С.102−106.
  12. И.А., Флеров М. А., Вьюшина А. В. Влияние пренатального стресса на перекисное окисление липидов в некоторых отделах головного мозга самцов и самок взрослых крыс // Нейрохимия. 2005. Т.22. № 4. С.273−278.
  13. Р.Н., Дмитриева Н. М. Свойства №+, К±АТФазы из коры головного мозга крыс // Биохимия. 1974. Т. 39. № 4. С. 822−887.
  14. А.Г., Ещенко Н. Д. Активность НАД- и НАДФ-зависимых малатдегидрогеназ и изоцитратдегидрогеназ при гипертиреозе в различных тканях крыс // Вестн. Ленингр. универс., Серия биол. 1977. Вып. 15. С. 66−74.
  15. А.Г. Смерть нейрона // Международн. мед. обзор. 1994. Т.2. № 2. С. 134 -140.
  16. В.З. Аминооксидазы и их значение в медицине. М., Медицина. 1981.335 с.
  17. И.А., Стоянович Т., Мичич Д. В., Мршуля Б. Б. Свойства моноаминооксидазы в мозге монгольских песчанок при церебральной ишемии//Вопр. мед. химии. 1989. Т. 35. № 5. С. 112−115.
  18. И.А., Нескубина И. В. Содержание моноаминов при гипобарической гипоксии и защитном эффекте пиразидола // Вопр. мед. химии. 1999. Т. 45. № 5. С. 52−56.
  19. Е.В. Вычислительные методы анализа и распознавания патологических процессов. Л.: Наука. 296 с.
  20. B.C., Конторщикова К. Н., Шатилина Л. В. Сравнительный анализ двух методов определения активности супероксиддисмутазы // Лаб. дело.1990. № 4. С. 44−47.
  21. С.А. Нейрорецепторы глутамата. JI.: Наука, 1989. 114 с.
  22. С. А., Эйюбова А. А., Мамедова JI. К., Гельфгат Е. Б., Погача Г. Количественный анализ фосфолипидного состава миокарда при экспериментальном сахарном диабете: влияние тотальной ишемии // Вопр. мед. химии. 1994. Т. 40. № 1. С. 12−18.
  23. Р., Эллиот Д., Эллиот У., Джонс К. Справочник биохимика. М.: Мир. 1991. 544 с.
  24. И.В., Пастухов Ю. Ф. ГАМК-ергическая система среднего мозга участвует в контроле сна и температурного гомеостаза у голубей // Доклады АН. 2002. Т. 387. № 1. С. 121−124.
  25. Н.Д., Прохорова М. И. Механизм регуляции метаболизма лимонной кислоты в головном мозге // Вопросы биохимии мозга. Ереван. 1976. Т. 12. С. 78−88.
  26. Н.Д., Вилкова В. А. Соотношение путей метаболизма пирувата в тканях при экспериментальном гипертиреозе // Регуляция энергентического обмена и физиологическое состояние организма. М., 1978. С. 176−178.
  27. Н.Д. Цикл трикарбоновых кислот и его регуляция в головном мозгу // Нейрохимия. 1982. № 2. С. 200−213.
  28. Н.Д. Биохимия психических и нервных болезней. Избранные разделы: Учебное пособие.- СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2004.- 200 с.
  29. А.Ш., Чурилов Л. П. Основы общей патологии. Часть 2. Основы патохимии.- СПб., ЭЛБИ, 2000. 688 с.
  30. Г. А., Попов А. В., Савватеева-Попова Е.В., Щеголев Б. Ф. Роль стэкинг-взаимодействий в механизмах связывания глицинового сайта NMDA -рецептора с антагонистами и 3-гидроксикинуренином // Биофизика. 2008. Т.53. № 1. С.22−29.
  31. М.Ю., Сибаров Д. А., Вольнова А. Б., Хименес-Ривера К.А., Ноздрачев А. Д. Влияние блокаторов переносчиков моноаминов на динамику захвата дофамина в повышенной концентрации срезами мозга крысы // Доклады АН. 2008. Т.419. № 4. С.565−568.
  32. П.А., Мищенко В. П. Регуляция липогенеза в печени крыс путем изменения активности ферментов цитрат-пируватной ситемы транспорта ацетилкоэнзима А//Биохимия. 1981. Т. 46. № 11. С. 1957−1962.
  33. JI.C. Статистическая обработка лабораторных и клинических данных. 1964. JL: Наука. 252 с.
  34. Э.П. Сахарный диабет у детей и подростков. М.: Медицина, 1996. 240 с.
  35. Т.Л., Цапенко Ж. Н. Головенко Н.Я., Тимофеева С. Э., Лукьяненко Н. Г. Обмен гамма-аминомасляной кислоты в головном мозге крыс в условиях введения им ноотропных средств // Вопр. мед. химии. 1988. Т. 34. № 3. С. 81−84.
  36. М.Н. Выясненные и наметившиеся вопросы на пути исследования регуляции физиологического состояния янтарной кислотой // Терапевтическое действие янтарной кислоты. Пущино. 1976. С. 8−30.
  37. КоннГ.О., Либертал М. М. Синдромы печеночной комы и лактулоза: Пер. с англ. -М.: Медицина. 1983. 516 с.
  38. Д.Э., Отеллин В. А., Григорьев И. П., Петрова Е. С., Гилерович Е. Г., Зинькова Н. Н. Иммуноцитохимическое выявление нейрональной NOсинтазы в клетках головного мозга крысы // Морфология. 2007. Т. 132. № 4. С.77−80.
  39. Р.С. Определение активности сукцинатдегидрогеназы в суспензии митохондрий // Современные методы в биохимии. (Под ред. В.Н. Ореховича) М.: Медицина. 1977. С.44−46.
  40. А.А. Нейрохимия. Ростов. Изд-во Ростовского ун-та. 1977. 224 с.
  41. Н.М., Егоров А. В., Лакреева М. Г., Гуревич Л. Е. Органический гиперинсулинизм // Клиническая медицина. 1998. № 4. С. 7- 11.
  42. З.И., Березов Т. Т., Орехович В. Н. Глутамин(аспарагин)аза из Pseudomonas aurantiaca ВКМВ-548 // Биохимия. 1981. Т. 46. №. 1. С. 85−91.
  43. А.Е. Инсулиновые комы. М-Л.: Медицина. 1962. 260 с.
  44. А.Е. Новое в инсулиношоковом лечении психозов. Л.: Медицина. 1970. 119 с.
  45. Н.Г., Рыжова И. В., Зачепило Т. Г., Смирнов В. Б., Чеснокова Е.Г. L -глутамат в формировании долговременой памяти медоносной пчелы Apis melliefera//Журн. эволюц. биохим. физиол. 2004. Т.40. № 6. С. 539−545.
  46. О.В. Возможные перспективы исследований физиологической роли антиоксидантных ферментов// Физиол. о-во им. И. П. Павлова. Съезд, XIX. Тез. докл. Ч.2.- СП6.-2004.-С.46−47.- (Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2004.Т. 90. № 8. Прил.).
  47. B.C., Балаболкин М. И. Гипогликемический синдром: (Этиология, патогенез, диагностика, лечение). М.: Медицина, 1987. 82 с.
  48. О.А., Ицев Д.Е. NO-зависимые механизмы амигдалофугаль-ной модуляции вегетативных нейронов гипоталамуса // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2006. Т.92. № 8. С.957−966.
  49. О.А., Ноздрачев А.Д. NO-зависимые механизмы амигдало-кортикальных влияний // Доклады АН. 2008. Т.421. № 2. С.282−285.
  50. Ф.З., Лифшиц Р. И., Павлова В. И. Динамика и физиологическое значение активизации ГАМК-системы в головном мозге и сердечной мышце при эмоционально-болевом стрессе // Вопр. мед. химии. 1981. № 1. С. 35−39.
  51. Ф.З. Патогенез и предупреждение стрессорных и ишемических повреждений сердца. М.: Медицина. 1984. 272 с.
  52. В.В. Лабораторные методы исследования в клинике. М.: Медицина. 1987. 368 с.
  53. М.И., Емельянов Н. А., Мокрушин А. А. и др. Переживающий срез мозга как объект нейрофизиологического и нейрохимического исследования. Л.: Наука. 1986. 127 с.
  54. А.А., Павлинова Л. И., Гужова И. В., Маргулис Б. А. Эффекты экзогенного белка теплового шока (Hsp 70) на глутаматергическую синаптическую передачу в обонятельной коре мозга крыс in vitro //Доклады АН. 2004. Т.395. № 4. С.551−553.
  55. А.А., Павлинова Л. И., Плеханов А. Ю. Белок теплового шока (HSP 70) повышает толерантность кортикальных клеток к глутаматной эксайтотоксичности //Бюл. экспер. биол. мед. 2005. Т. 140. № 7. С.4−8.
  56. В., Пракаш Г. С., Субраманям К. Активность кислых и нейтральных протеаз в различных отделах головного мозга крыс- распределение в глии и нейронах // Нейрохимия. 1985. № 1. С. 52−55.
  57. В.Ю., Телушкин П. К., Панченко К. И. Темные нейроны головного мозга крыс, неоднократно перенесших гипогликемию // Актуальные вопросы общей и военной патологической анатомии. С.Петербург. 1999. С. 109.
  58. О. Н., Сазонова О. В., Суханова JI. Я., Князькова JI. Г., Галенок В. А. Перекисное окисление липидов и состояние системы антиоксидантной защиты у больных инсулинозависимым сахарным диабетом //Пробл. эндокринол. 1997. Т. 43. № 5. С. 16 19.
  59. Е.В., Крыжановский Г. А., Михалева Л. И., Бордюкова М. М., Каплун А. Л. Взаимосвязь процессов перекисного окисления и фосфолипазного гидролиза липидов в синаптосомах // Бюл. эксп. биол. мед. 1989. Т. № 2. С. 174−177.
  60. А.Д., Поляков Е. Л. Анатомия крысы (лабораторные животные) / Под ред. академика А. Д. Ноздрачева. СПб.: Издательство «Лань», 2001. 464 с.
  61. А.Д., Филиппова Л. В., Панасюк Н. В., Арутюнян А. В., Зубжицкая Л. Б. Интенсивность процессов свободнорадикального окисления и генерации оксида азота при воздействии антигена// Доклады АН. 2001. Т.377. № 1. С. 139−141.
  62. А.Д., Сотников О. С. Метасимпатическая система мозга // Доклады АН. 2006. Т.409. № 5. С. 707−709.
  63. А.Д., Телушкин П. К. Активность глюкозо-6-фосфатазы в печени и уровень свободных жирных кислот в крови у крыс при инсулиновой гипогликемии // Доклады АН. 2008. Т. 423. № 4. С. 361−364.
  64. Е.Б., Семенова Т. П., Грищенко Е. И. Снижение активности сукцинатдегидрогеназы в коре головного мозга крыс при хронической химической депривации катехоламинэргических систем // Нейрохимия. 1986. № 3. С. 290−293.
  65. Н.Э., Акулова В. К., Миронова В. И., Пивина С. Г., Ракицкая В. В. Влияние дефицита рецепторов прогестерона в раннем онтогенезе наформирование репродуктивных функций самок крыс // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2008. Т.94. № 4. С.465−473.
  66. Л.Е., Третьякова Т. А., Русских Г. С., Войцеховская Е. Э. Особенности регуляции ключевых ферментов гликолиза и пентозофосфатного пути в тканях с различной функциональной специализацией // Вопр. мед. химии. 1982. № 2. С. 26−30.
  67. Ю.А. Новые гормоны и проблемы молекулярной эндокринологии //Пробл. эндокринол. 1998. Т.44. № 5. С. 3−7.
  68. Ю.Ф., Поляков Е. Л., Чепкасов И. Е., Рашотт М. Э., Хендерсон Р. П. Парадоксальный сон индикатор разных форм гипометаболизма у млекопитающих и птиц // Доклады АН. 1998. Т. 358. № 1. С. 131−133.
  69. Ю.Ф., Екимова И. В., Гужова И. В. Основной белок стресса обладает пирогенным действием // Доклады АН. 2003. Т. 388. № 6. С. 837 841.
  70. В.М. Поражения нервной системы при сахарном диабете. М.: Медицина. 1981. 296 с.
  71. М.И. Нейрохимия. Л.: Изд-во Ленингр. ун-та. 1979. 267 с.
  72. Прохорова М. И Методы биохимических исследований: Липидный и энергетический обмен. Л.: Изд-во Ленингр. ун-та, 1982. 272 с.
  73. Ю.П. Характеристика передаточной (медиаторной) функции в центральных и периферических моносинаптических образованиях. Автореф. дисс.. д-ра биологических наук. Л., 1979. 49 с.
  74. Ю.П., Лобов Г. И. Трудные вопросы физиологии. СПб.: Изд-во ЭЛБИ. 2007. 232 с.
  75. А .Я., Пархоменко Ю. М. Активность пируват- и а-кето-глутаратдегидрогеназного комплексов в различных отделах головного мозга крыс // Укр. биохим. ж. 1987. № 1. С.29−34.
  76. В.А. Влиятие пиридоксальфосфата и производных пантотената на у аминобутиратный шунт в головном мозге мышей // Вопр. мед. химии. 1980. Т. 26. № 1.С. 42−46.
  77. М.О., Рыбникова Е. А., Тюлькова Е. И., Спирау Я., Пелто-Хьюкко М. Митохондриальные антиоксиданты тиоредоксин-2 и Mn-супероксиддисмутаза вовлекаются в механизмы гипоксической толерантности мозга // Доклады АН. 2002. Т.387. № 3. С.414−417.
  78. И.Д. Метод определения диеновой коньюгации ненасыщенных высших жирных кислот // Современные методы в биохимии. (Под ред. В.Н. Ореховича). М., Медицина. 1977. С. 63−64.
  79. Е.А. Дегидрогеназы челночных циклов и их значение в регуляции обмена веществ в тканях животных // Дегидрогеназы в норме и патологии. Горький. Волго-Вятск. кн. изд-во. 1980. С. 28−36.
  80. С.А., Самойлов М. О. Эндогенные антиоксиданты и гипоксическая толерантность мозга. СПб.: Ин-т физиологии им. И. П. Павлова РАН, 2006. 145с.
  81. С.А., Тюлькова Е. И., Тугой И. А., Глущенко Т. С., Самойлов М. О., Пелто-Хьюкко М. Влияние прекондиционирования умеренной гипобарической гипоксией на экспрессию Mn-супероксиддисмутазы в гиппокампе крыс //Нейрохимия. 2007. Т.24. № 3. С.218−223.
  82. И.А. Гамма-аминомасляная кислота в деятельности нервной системы (биохимия, фармакология, физиология, клиника). JL: Наука. 1972. 200 с.
  83. П.К., Потапов П. П. Интенсивность гликолиза и активностьферментов энергетического обмена в мозге крыс при многократном воздействии гипогликемических доз инсулина // Пробл. эндокринол. 1994. Т.40. № 5. С.53−54.
  84. П.К., Потапов П. П. Активность НАДФ-зависимых дегидро-геназ и уровень восстановленности пиридиновых нуклеотидов в мозге крыс при инсулиновой гипогликемии и в восстановительном периоде // Вопр. мед. химии. 1995. Т. 41. № 3. С.26−28.
  85. П.К., Шидловская Т. Е. Активность ферментов и содержание субстратов ГАМК-шунта в мозге крыс при многократном воздействии гипогликемических доз инсулина // Вопр. мед. химии. 1996. Т. 42. № 4. С.306−308.
  86. П.К., Потапов П. П. Взаимодействие активных форм кислорода и азота в развитии патологии у человека // Новости медицины и фармации Яринвест медикал. 1997. № 2. С. 33−35.
  87. П.К. Интенсивность процессов перекисного окисления липидов, активность НАДФ- зависимых дегидрогеназ и протеаз в мозге крыс при многократном введении инсулина // Пробл. эндокринол. 1998. Т. 44. № 3. С. 35−38.
  88. П.К. Глутамат и перекисное окисление в патогенезе заболеваний ЦНС // Вопр. мед. химии. 1998. Т. 44. №> 6. С. 520−526.
  89. П.К., Ноздрачев А. Д. Гипогликемия и мозг: метаболизм и механизмы повреждения нейронов // Успехи физиол. наук. 1999. Т. 30. № 4. С. 14−27.
  90. П.К., Ноздрачев А. Д., Потапов П. П. Активность ферментов дезаминирования в мозге крыс в восстановительном периоде после инсулиновой гипогликемии // Пробл. эндокринол. 2001. Т.47. № 5. С. 43−45.
  91. П.К., Ноздрачев А. Д., Потапов П. П., Лучкин А. А. Гликолиз в головном мозге крыс, подвергнутых одно- и многократной гиперинсулинизации //Вестн. С.-Петерб. Ун-та. Сер. 3. 2004. № 3. С. 50−54.
  92. П.К., Ноздрачев А. Д., Потапов П. П., Медведева Н. Б. Показатели метаболизма у крыс при многократной инсулиновой гипогликемии //Пробл. эндокринол. 2006. Т.52. № 5. С. 45−47.
  93. П.К., Ноздрачев А. Д., Потапов П. П. Изменение энергетического обмена и повреждение нервных клеток у крыс при многократном введении высоких доз инсулина // Журнал эволюционной биохимии и физиологии. 2006. Т. 42. № 2. С. 125−129.
  94. П.К., Ноздрачев А. Д., Потапов П. П. Показатели энергетического и азотистого обмена у крыс при инсулиновой гипогликемии //Известия РАН. Серия биологическая. 2008. № 3. С. 324−332.
  95. Й. Клинические лабораторные исследования в педиатрии. София, 1961. 607 с.
  96. С.П. ГАМК- глутамат- аспартат и трансаминазы мозга при инсулиновом нервном синдроме // Вопр. мед. химии. 1980. Т. 26. № 4. С.455−457.
  97. С.П. АТФазная активность микросомальной и синаптосомальной фракций отделов мозга крыс при инсулиновой гипогликемии и ее купировании глюкозой // Пробл. эндокринол. 1991. Т. 37. № 3. С. 52−54.
  98. М.А., Герасимова И. А., Ракицкая В. В. Перекисное окисление липидов в стриатуме крыс при стрессе после введения кортизола // Рос. физиол. журн. 2002. Т.88. № 7. С.881−885.
  99. M.A., Смирнова Н. Н., Светлова З. В. Перекисное окисление белков плазмы крови больных сахарным диабетом типа 1 // Пробл. эндокринол. 2003. Т.49. № 4. С.3−4.
  100. М.А., Толстухина Т. И., Герасимова И. А. Процессы свободнорадикального окисления липидов в нейронах и нейроглии коры больших полушарий при судорогах // Бюл. эксперим. биол. мед. 2004. Т. 138. № 10. С. 385−387.
  101. М.А., Герасимова И. А. Перекисное окисление липидов некоторых отделов головного мозга в развитии постстрессорных депрессивных состояний у крыс с разной стратегией адаптивного поведения //Нейрохимия. 2006. Т.23. № 4. С.307−312.
  102. М.А., Шаляпина В. Г. Свободнорадикальное окисление липидов в мозгу активных и пассивных крыс в ходе развития постстрессорных депрессий // Рос. физиол. журн. им. И. М. Сеченова. 2008. Т.94. № 5. С.592−597.
  103. А.А., Косарев А. В. Количественный анализ гетерогенности митохондрий мозга крысы в изолированной фракции и in vivo // Бюл. экспер. биол. мед. 1981. № 6. С. 679−682.
  104. Хама-Мурад А.Х., Павлинова Л. И., Мокрушин А. А. Вторичное повреждение при мозговом инсульте и возможность восстановления функций мозга (роль цитокинов, нейротрофических факторов, адгезионных молекул) //Нейрохимия. 2007. Т.24. № 2. С. 121−131.
  105. Хама-Мурад А.Х., Мокрушин А. А. Анализ функционирования глутаматергической и ГАМК-ергической медиаторных систем вобонятельной коре мозга спонтанно гипертензивных крыс in vitro // Изв. РАН. Серия биологическая. 2007. № 4. С.454−461.
  106. Е.А., Мохорт Т. В. Гипогликемические состояния и гипогликемическая кома при сахарном диабете // Здр. Белоруссии. 1988. № 5. С. 47−51.
  107. М., Сайдуллаев Т., Мамадиев М., Горкин В. З. Нарушения катаболизма биогенных аминов и других азотистых соединений в головном мозгу при экспериментальном атеросклерозе // Нейрохимия. 1986. Т.5. № 3. С. 277−285.
  108. Ф. Нейрохимия. Основы и принципы. М.: Мир. 1990. С. 229−231.
  109. Н.И., Закуцкий А. Н., Анискина А. И., Филиппов С. В., Зезюлин П. Н., Ноздрачев А. Д. Влияние аргинина и его метаболитов на миокард крыс в органотипической культуре ткани // Доклады АН. 2007. Т.415, № 2. С.273−276.
  110. Н.И., Закуцкий А. Н., Анискина А. И. Влияние аргинина и его метаболитов на культуру ткани миокарда крыс // Рос. физиол. журн. 2007. Т.93. № 4. С. 366−374.
  111. Abdul-Rahman A., Siesjo В.К. Local cerebral glucose consumption during insulin-induced hypoglycemia and in the recovery period following glucose administration//Acta Physiol. Scand. 1980. V.110. N2. P.149−159.
  112. Adkins A., Basu R., Persson M., Dicke В., Shah P., Vella A., Schwenk W.F., Rizza R. Higher insulin concentrations are required to suppress gluconeogenesis than glycogenolysis in nondiabetic humans // Diabetes. 2003. V. 52. N9. P. 2213−2220.
  113. Aftab-Guy D., Sandoval D., Richardson M. A, Tate D., Davis S.N. Effects of glycemic control on target organ responses to epinephrine in type 1 diabetes // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2005. V. 289. P. 258−265.
  114. Agardh C.-D., Folbergrova J., Siesjo B.K. Cerebral metabolic changes in profound insulin-induced hypoglycemia, and in the recovery period following glucose administracion //J.Neurochem. 1978. V.31. N 5. P. 1135−1142.
  115. Agardh C.-D., Rosen I., Siesjo B.K. EEG and SER after hypoglycemic coma in the rat: correlation with cerebral metabolism // Neurosci Lett. 1979. V.13. N 3. P. 45.
  116. Agardh C.-D., Carlsson A., Linqvist M., Siesjo B.K. The effect of pronounced hypoglycemia on monoamine metabolism in rat brain // Diabetes. 1979. V. 28. N9. P.804−809.
  117. Agardh C.-D., Chapman A.G., Nilsson В., Siesjo B.K. Endogenous substrates utilized by rat brain in severe insulin-induced hypoglycemia // J. Neurochem. 1981. V. 36. N2. P. 490−500.
  118. Agardh C.-D., Chapman A.G., Pelligrino D., Siesjo B.K. // Influence of severe hypoglycemia an mitochondrial and plasma membrane function in rat brain // J. Neurochem. 1982. V. 38. N 3. P. 662−668.
  119. Agardh C.-D., Smith M.L., Siesjo B.K. The influence of hypothermia on hypoglycemia-induced brain damage in the rat //Acta Neuropathol. (Berl). 1992. V.83.N4. P.379−385.
  120. Aksenov M. Y., Aksenova M. V., Carney J. M., Butterfield D. A. Oxidative modification of glutamine synthetase by amyloid (3 peptide // Free Radic. Res. 1997. V. 27. N3. P. 267−281.
  121. Ames III, A. CNS energy metabolism as related to function // Brain Res. Reviews. 2000. V. 34. N 1−2. P. 42−68.
  122. Amiel S.A., Sherwin R.S., Simonson D.C., Tamborlane W.V. Effect of intensive insulin therapy on glycemic thresholds for counterregulatory hormonerelease // Diabetes. 1988. V. 37. N 7. P. 901−907.
  123. Amiel S.A., Maran A. Hypoglycaemia in insulin-dependent diabetes mellitus: facts for the 1990s // Diabete Metab. 1993. V.19. N 4. P. 332−339.
  124. Amiel S.A. Studies in hypoglycaemia in children with insulin-dependent diabetes mellitus // Horm. Res. 1996. V. 45. N 6. P. 285−290.
  125. Arundine M., Tymianski M. Molecular mechanisms of glutamate-dependent neurodegeneration in ischemia and traumatic brain injury // Cell Mol. Life Sci. 2004. V. 61. P. 657- 668.
  126. Astrup J., Norberg K. Potassium activiti in cerebral cortex in rats during progressive severe hypoglycemia//Brain Res. 1976. V. 103. N2. P. 418−423.
  127. Auer R.N., Olsson Y., Siesjo B.K. Hypoglycemic brain injury in the rat. Correlation of density of brain damage with the EEG isoelectric time: A quntitative study // Diabetes. 1984. V. 33. N 5. P. 1090−1098.
  128. Auer R.N., Wieloch Т., Olsson Y., Siesjo B.K. The distribution of hypoglycemic brain damage // Acta Neuropathol.(Berl.).1984. V. 64. N 3. P. 177−191.
  129. Auer R.N., Kalimo H., Olsson Y., Siesjo B.K. The temporal evolution of hypoglycemic brain damage. I. Light and electron microscopic findings in therat cerebral cortex// ActaNeuropathol.(Berl.). 1985. V. 67. N 1−2. P.13−24.
  130. Auer R.N., Kalimo H., Olsson Y., Siesjo B.K. The temporal evolution of hypoglycemic brain damage. II. Light and electron microscopic findings in the rat hyppocampus // Acta Neuropathol. (Berl.). 1985. V. 67. N 1−2. P. 25−36.
  131. Auer R.N., Kalimo H., Olsson Y., Wieloch T. The dentate gyrus in hypoglycemia. Pathology implicating excitotoxin-mediated neuronal necrosis // Acta Neuropathol. (Berl). 1985. V. 67. N 3−4. P. 279- 288.
  132. Auer R.N. Hypoglycemic brain damage // Stroke. 1986. V.17. N 4. P. 699 -708.
  133. Auer R.N., Hall P., Ingvar M., Siesjo B.K. Hypotension as a complication of hypoglycemia leads to enhanced energy failure but no increase in neuronal necrosis // Stroke. 1986. V.17. N 3. P. 442−449.
  134. Auer R.N. Excitotoxic mechanisms, and age-related susceptibility to brain damage in ischemia, hypoglycemia and toxic mussel poisoning //Neurotoxicology. 1991. V.12. N3. P.541−546.
  135. Auer R.N., Siesjo B.K. Hypoglycaemia: brain neurochemistry and neuropathology // Baillieres. Clin. Endocrinol. Metab. 1993. V. 7. N 3. P. 611 625.
  136. Auer R.N., Anderson L.G. Hypoglycaemic brain damage: effect of a dihydropyridine calcium channel antagonist in rats // Diabetologia. 1996. V.39. N 2. P. 129−134.
  137. Babcock G.T. How oxygen is activated and reduced in respiration // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1999. V. 96. N 23. P. 12 971- 12 973.
  138. Bachelard H.S. Glucose as a fuel for the brain // Biochem. Soc. Trans. 1978. V. 6. N3.P. 530−534.
  139. Bachelard H. S. Glucose transport to the brain in vivo and in vitro. In: Cerebral Metabolism and Neural Function (Passonneau, J. V., Hawkins, R. A., Lust, W. D. and Welsh, F. A., eds). Williams & Wilkins, Baltimore. 1980. P. 106 119.
  140. Bachelard H.S. Cerebral metabolism and hypoglycemia // Hypoglycemia. London. 1981. P. 51−68.
  141. Back S. A., Luo N. L., Mallinson R. A. Selective vulnerability of preterm white matter to oxidative damage defined by F2-isoprostanes // Ann. Neurol. 2005. V. 58. N 1. P. 108−120.
  142. Bak L.K., Schousboe A., Waagepetersen H.S. The glutamate/GABA-glutamine cycle: aspects of transport, neurotransmitter homeostasis and ammonia transfer // J. Neurochem. 2006. V. 98. N 3. P. 641−653.
  143. Balazs R., Patel A.J., Richter D. Metabolic compartmens in the brain: ther properties and relation to morphological structures // Metabolic compartmentation in the brain / Balazs R., Cremer J. eds. Macmillan, London. 1973. P. 167−184.
  144. Balfour R.H., Hansen A.M.K., Trapp S. Neuronal responses to transient hypoglycaemia in the dorsal vagal complex of the rat brainstem // J. Physiol. 2006. V. 570. N3.469−484.
  145. Balfour R.H., Trapp S. Ionic currents underlying the response of rat dorsal vagal neurones to hypoglycaemia and chemical anoxia // J. Physiol. 2007. V. 579. N. 3. P. 691−702.
  146. Banarer S., McGregor V.P., Cryer P.E. Intraislet hyperinsulinemia prevents the glucagon response to hypoglycemia despite an intact autonomic response // Diabetes. 2002. V. 51. N4. P. 958−965.
  147. Banks W.A., Jaspan J.B., Kastin A.J. Selective, physiological transport of insulin across the blood-brain barrier: novel demonstration by species-specific radioimmunoassays // Peptides. 1997. V. 18. N 8. P. 1257−1262.
  148. Baskin D. G., Figlewicz D. P., Woods S. C., Porte D. Jr., Dorsa D. M. Insulin in the brain // Annu. Rev. Physiol. 1987. V. 49. P. 335−347.
  149. Baquer N.Z., Hothersall J.S., McLean P. Function and regulation of thepentose phosphate pathway in brain I I Curr. Top. Cell Regul. 1988. V. 29. P. 265 289.
  150. Battezzati A., Benedini S., Fattorini A., Sereni L.P., L Luzi L Effect of hypoglycemia on amino acid and protein metabolism in healthy humans // Diabetes. 2000. V. 49. Iss. 9. P. 1543−1551.
  151. Beal M.F. Does impairment of energy metabolism result in excitotoxic neuronal death in neurodegenerative illnesses? // Ann. Neurol. 1992. V. 31. P. 119−130.
  152. Beal M.F. Mechanisms of excitotoxicity in neurologic disease // FASEB J. 1992. V.6. N15. P. 3338−3344.
  153. Beguin P., Crambert G., Monnet-Tschudi F., Uldry M., Horisberger J.D., Garty H., Geering K. FXYD7 is a brain-specific regulator of Na, K-ATPase a^r isozymes// EMBO J. 2002. Y.21. P. 3264−3273.
  154. Behar K.L., Rothman D.L. In vivo nuclear magnetic resonance studies of glutamate- y-fminobutyric acid-glutamine cycling in rodent and human cortex: the central role of glutamine // J. Nutrition. 2001. V. 131. N 8. P. 2498−2504.
  155. Belke D. D., Betuing S., Tuttle M. J. Insulin signaling coordinately regulates cardiac size, metabolism, and contractile protein isoform expression // J. Clin. Invest. 2002. V. 109. N 5. P. 629 639.
  156. Benjamin A. M., Quastel J. H. Metabolism of amino acids and ammonia in rat brain cortex slices in vitro: a possible role of ammonia in brain function // J. Neurochem. 1975. V. 25. N 3. P. 197−206.
  157. Ben Yoseph O., Boxer P.A., Ross B.D. Oxidative stress in the central nervous system: monitoring the metabolic response using the pentose phosphate pathway // Dev. Neurosci. 1994. V. 16. P. 328−336.
  158. Ben Yoseph О., Boxer P.A., Ross B.D. Assessment of the role of the glutathione and pentose phosphate pathways in the protection of primary cerebrocortical cultures from oxidative stress // J. Neurochem. 1996. V. 66. N 6. P. 2329−2337.
  159. Bergles D. E., Jahr С. E. Synaptic activation of glutamate transporters in hippocampal astrocytes//Neuron. 1997. V. 19. P. 1297−1308.
  160. Bergles D. E., Jahr С. E. Glial contribution to glutamate uptake at Schaffer collateral-commissural synapses in the hippocampus // J. Neurosci. 1998. V. 18. N 19. P. 7709−7716.
  161. Bergstedt K., Hu B.R., Wieloch T. Initiation of protein synthesis and heat-shock protein-72 expression in the rat brain following severe insulin-induced hypoglycemia//Acta Neuropathol. (Berl). 1993. V. 86. N2. P.145−153.
  162. Betz A.L., Goldstein G.W. Polarity of the blood-brain barrier: neutral amino acid transport into isolated brain capillaries // Science. 1978. V. 202. P. 225−226.
  163. Betz A.L., Firth J.A., Goldstein G.W. Polarity of the blood-brain barrier: distribution of enzymes between the luminal and antiluminal membranes of brain capillary endothelial cells // Brain Res. 1980. V.192. P. 17−28.
  164. Biggers D.W., Myers S., Neal D., Stinson R., Cooper N.B., Jaspan J.B., Wiliams P.E., Cherrington A.D., Frizzell R.T. Role of brain in counterregulation of insulin induced hypoglycemia in dogs // Diabetes. 1989. V. 37. N 1. P. 7−16.
  165. Binda C., Newton-Vinson P., Hubalek F., Edmondson D. E., Mattevi A. Structure of human monoamine oxidase B, a drug target for the treatment of neurological disorders // Nat. Struct. Biol. 2002. V. 9. P. 22−26.
  166. Bingham E.M., Dunn J., Sutcliffe-Goulden J., Marsden P., Amiel S. The effect of hypoglycaemia unawareness on brain glucose content, transport and metabolism during euglycaemia and hypoglycaemia in man (Abstract) // Diabetologia. 2004. V. 47. A83.
  167. Bin-Jaliah I., Maskell P.D., Kumar P. Indirect sensing of insulin-induced hypoglycaemia by the carotid body in the rat // J. Physiol. 2004. V. 556. N 1. P. 255−266.
  168. Bin-Jaliah I., Maskell P.D., Kumar P. Carbon dioxide sensitivity during hypoglycaemia-induced, elevated metabolism in the anaesthetized rat // J. Physiol. 2005. V. 563. N3. P. 883−893.
  169. Bogusky R.T., Lowenstein L.M., Lowenstein J.M. The purine nucleotide cycle. A pathway for ammonia production in the rat kidney // J. Clin. Invest. 1976. V. 58. N2. P. 326−335.
  170. Bolli G.B., Fanelli C.G. Physiology of glucose counterregulation to hypoglycemia // Endocrinol. Metab. Clin. 1999. V. 28. N 3. P. 467−493.
  171. Bolli G.B. Treatment and prevention of hypoglycemia and its unawareness in type 1 diabetes // Rev. Endocr. Metab. Disord. 2003. V. 4. N 4. P. 335−341.
  172. Bonvento G., Herard A. S., Voutsinos-Porche B. The astrocyte-neuron lactate shuttle: a debated but still valuable hypothesis for brain imaging // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2005. V. 25. P. 1394−1399.
  173. Booth R.E.G., Clark J.B. The control of pyruvate dehydrogenase in isolated brain mitochondria//J. Neurochem. 1978. V. 30. P. 1003−1008.
  174. Borg W.P., Sherwin R.S., During MJ., Borg M.A., Shulman G.I. Local ventromedial hypothalamus glucopenia triggers counterregulatoiy hormone release //Diabetes. 1995. V. 44. N2. P. 180−184.
  175. Borg M.A., Sherwin R.S., Borg W.P., Tamborlane W.V., Shulman G.I. Local ventromedial hypothalamus glucose perfusion blocks counterregulation during systemic hypoglycemia in awake rats // J. Clin. Invest. 1997. V. 99. N 2. P. 361 365.
  176. Borza Т., Iancu C.V., Pike E., Honzatko R.B., Fromm HJ. Variations in the response of mouse isozymes of adenylosuccinate synthetase to inhibitors of physiological relevance // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. N 9. P. 6673−6679.
  177. Boyle P.J., Schwartz N.S., Shah S.D., Clutter W.E., Ciyer P.E. Plasma glucose concentrations at the onset of hypoglycemic symptoms in patients with poorly controlled diabetes and in nondiabetics // N. Engl. J. Med. 1988. V. 318. P. 1487−1492.
  178. Boyle P.J., Nagy R.J., O’Connor A.M., Kempers S.F., Yeo R.A., Quails C.
  179. Adaptation in brain glucose uptake following recurrent hypoglycemia // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 9352−9356.
  180. Boyle P.J., Kempers S.F., O’Connor A.M., Nagy R.J. Brain glucose uptake and unawareness of hypoglycemia in patients with insulin dependent diabetes mellitus//N. Engl. J. Med. 1995. V. 333. N 26. P. 1726−1731.
  181. Bradford H. F., Ward H. K., Thomas A. J. Glutamine a major substrate for nerve endings // J. Neurochem. 1978. V. 30. N 6. P. 1453−1459.
  182. Brdiczka D., Pette D. Intra- and extramitochondrial isozymes of NADP-malate dehydrogenase // Europ. J. Biohem. 1971. V. 19. P. 546 552.
  183. Brigelius-Flohe R. Tissue-specific functions of individual glutathione peroxidases// FreeRadic. Biol. Med. 1999. V. 27. N 9−10. P. 951−965.
  184. Briscoe V. J., Davis S. N. Hypoglycemia in type 1 and type 2 diabetes: physiology, patho-physiology, and management // Clinical Diabetes. 2006. V. 24. P. 115 121.
  185. Broer A., Brookes N., Ganapathy V., Dimmer K. S., Wagner C. A., Lang F., Broer S. The astroglial ASCT2 amino acid transporter as a mediator of glutamine efflux//J. Neurochem. 1999. V. 73. N 5. P. 2184−2194.
  186. Brown A. M., Westenbroek R. E., Baltan Tekkok S., Ransom B. R. Functional insulin receptors are selectively expressed on CNS astrocytes // Soc. Neurosci. Abstr. 2002. V. 28. Suppl. 581. P. 12.
  187. Brown A. M. Brain glycogen re-awakened // J. Neurochem. 2004. V. 89. N 3. P. 537−552.
  188. Bryan R.M.Jr., Keefer K.A., MacNeill C. Regional cerebral glucose utilization during insulin-induced hypoglycemia in unanesthetized rats. // J. Neurochem. 1986. V.46. N 6. P. 1904−1911.
  189. Bryan R.M.Jr., Pelligrino D.A. Cerebral blood flow during chronic hypoglycemia in the rat //Brain Res. 1988. V.475. N 2. P.397−400.
  190. Bukato G., Kochan Z., Swierczynski J. Different regulatory properties of the cytosolic and mitochondrial forms of malic enzyme isolated from human brain // Int J. Biochem Cell Biol. 1995. V. 27. N 10. P. 1003−1008.
  191. Bulsara M.K., Holman C.D.J., Davis E.A., Jones T.W. The impact of a decade of changing treatment on rates of severe hypoglycemia in a population-based cohort of children with type 1 diabetes // Diabetes Care. 2004. V. 27. P. 2293−2298.
  192. Butterworth R. F. Effects of hyperammonaemia on brain function // J. Inher. Metab. Dis. 1998. V. 21. N 1. P. 6−20.
  193. Butterworth R.F. Glutamate transporters in hyperammonemia // Neurochem. Int. 2002. V. 41. N 2−3. P. 81−85.
  194. Butterworth R.F., Merkel A.D., Landreville F. Regional amino acid distribution in relation to function in insulin hypoglycemia // J. Neurochem. 1982. V. 38. N5.P. 1483−1489.
  195. Butterworth R.F. Evidence that hepatic encephalopathy results from a defect of glutamatergic synaptic regulation // Mol. Neuropharmacol. 1992. V. 2. N 2. P. 229−232.
  196. Burdo J. R., Connor J. R. Brain iron uptake and homeostatic mechanisms: an overview//Biometals. 2003. V. 16. N 1. P. 63−75.
  197. Cadet J.L., Brannock C. Free radicals and the patology of brain dopamine systems // Neurochem. Int. 1998. V. 32. N 2. P. 117−131.
  198. Camacho A., Massieu L. Role of glutamate transporters in the clearance and release of glutamate during ischemia and its relation to neuronal death // Arch. Med. Res. 2006. V. 37. N 1. P. 11−18.
  199. Cersosimo E., Garlick P., Ferretti J. Renal substrate metabolism and gluconeogenesis during hypoglycemia in humans // Diabetes. 2000. V. 49. Iss. 7. P. 1186−1193.
  200. Cersosimo E., Garlick P., Ferretti J. Abnormal glucose handling by the kidney in response to hypoglycemia in type 1 diabetes // Diabetes. 2001. V. 50. P. 20 872 093.
  201. Chan O., Zhu W., Ding Y., McCrimmon R.J., Sherwin R.S. Modulation of GABA in the ventromedial hypothalamus primarily affects glucagon and sympathoadrenal responses to hypoglycemia (Abstract) // Diabetes. 2005. V. 54. (Suppl. 1). A154.
  202. Chan-Palay V., Wu J.-Y., Palay S. L. Immunocytochemical localization of y-aminobutyric acid transaminase at cellular and ultrastructural levels // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1979. V.76. N 4. P. 2067−2071.
  203. Chapman A.G., Westerberg E., Siesjo B.K. The metabolism of purine and pirimidine nucleotides in rat cortex during insulin induced hypoglycemia and recovery // J. Neurochem. 1981. V. 36. N 1. P. 179−189.
  204. Charlton M., Nair K.S. Protein metabolism in insulin-dependent diabetes mellitus // J. Nutrition. 1998. V. 128. P. 323−327.
  205. Chaudhry F. A., Reimer R. J., Krizaj D., Barber D., Storm-Mathisen J., Copenhagen D. R., Edwards R. H. Molecular analysis of system N suggests novel physiological roles in nitrogen metabolism and synaptic transmission // Cell. 1999. V. 99. P. 769−780.
  206. Chavko M., Auker C. R., McCarron R. M. Relationship between protein nitration and oxidation and development of hyperoxic seizures // Nitric Oxide. 2003. V. 9. N LP. 18−23.
  207. Chen V., Ianuzzo C. D., Fong В. C., Spitzer J. J. The effects of acute andchronic diabetes on myocardial metabolism in rats // Diabetes. 1984. V. 33. Iss. 11. P. 1078- 1084.
  208. Chen H-S.V., Lipton S.A. The chemical biology of clinically tolerated NMDA receptor antagonists // J. Neurochem. 2006. V. 97. N 6. P. 1611−1626.
  209. Cherrington A.D. Central versus peripheral glucose sensing and the response to hypoglycemia // Diabetes. 2008. V. 57. P. 1158−1159.
  210. Chinopoulos C., Adam-Vizi V. Depolarization of in situ mitochondria by hydrogen peroxide in nerve terminals // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999. V. 893. P. 269−272.
  211. Chinopoulos C., Adam-Vizi V. Mitochondria deficient in complex I activity are depolarized by hydrogen peroxide in nerve terminals: relevance to Parkinson’s disease // J. Neurochem. 2001. V. 76. N 1. P. 302−306.
  212. Choi D. W., Maulucci-Gedde M., Kriegstein A. R. Glutamate neurotoxicity in cortical cell culture // J. Neurosci. 1987. V.7. P. 357−368.
  213. Choi D. W., Rothman S. M. The role of glutamate neurotoxicity in hypoxic-ischemic neuronal death// Annu. Rev. Neurosci. 1990. V. 13. N 1. P. 171−182.
  214. Ciolino H.P., Levine R.L. Modification of proteins in endothelial cell death during oxidative stress // Free Radic. Biol. Med. 1997. V. 22. N 7. P. 1277−1282.
  215. Clausen T. Na±K+ pump regulation and skeletal muscle contractility // Physiol. Rev. 2003. V. 83. P. 1269−1324.
  216. Cohen G., Kesler N. Monoamine oxidase and mitochondrial respiration // J. Neurochem. 1999. V. 73. N 6. P. 2310−2315.
  217. Cooper A. J., Plum F. Biochemistry and physiology of brain ammonia // Physiol. Rev. 1987. V. 67. P. 440−519.
  218. Cooper A. J., Meister A. Metabolic significance of transaminations. In: Transaminases (Christen P. and Metzler D. E., eds). Wiley, New-York. 1985. P. 534−563.
  219. Cornelius F., Mahmmoud Y.A. Functional modulation of the sodium pump: the regulatory proteins «Fixit» //News. Physiol. Sci. 2003. V.18. N 1. P. 119−124.
  220. Cornford E.M., Hyman S., Cornford M.E., Clare-Salzler M. Down-regulation of blood-brain glucose transport in the hyperglycemic nonobese diabetic mouse // Neurochem. Res. 1995. V. 20. P. 869−873.
  221. Costa E., Armstrong D.M., Guidotti A. Gangliosides in the protection against glutamate excitotoxicity. //Prog. Brain Res. 1994. V.101. P. 357−373.
  222. Coyle J.T., Puttfarcken P. Oxidative stress, glutamate and neurodegenerative disorders // Science. 1993. V. 262. P. 689−695.
  223. Crane P.D., Pardridge W.M., Braun L.D., Nyerges A.M., Oldendorf W.H. The interaction of transport and metabolism on brain glucose utilization: a reevaluation of the lumped constant// J. Neurochem. 1981. V. 36. P. 1601−1604.
  224. Cravioto R.O., Massieu H., Izquierdo J.J. Free amino acids in rat brain during insulin shock// Proc.Soc.Exp.Biol. 1951. V. 78. N 5. P. 856−858.
  225. Crone С, Olesen S.P. Electrical resistance of brain microvascular endothelium // Brain Res. 1982. V. 241. P. 49−55.
  226. Cruz F., Scott S. R., Barroso I., Santisteban P., Cerdan S. Ontogeny and cellular localization of the pyruvate recycling system in rat brain // J. Neurochem. 1998. V. 70. N6. P. 2613−2619.
  227. Cryer P.E. Hypoglycemia risk reduction in type 1 diabetes // Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes. 2001. V. 109. N 2. P. 412−423.
  228. Cryer P.E., Davis S.N., Shamoon H. Hypoglycemia in diabetes // Diabetes Care. 2003. V. 26. P. 1902−1912.
  229. Cryer P.E. Current concepts: Diverse causes of hypoglycemia-associated autonomic failure in diabetes // N. Engl. J. Med. 2004. V. 350. N 22. P. 2272 -2279.
  230. Cryer P.E. Mechanisms of hypoglycemia-associated autonomic failure and its component syndromes in diabetes // Diabetes. 2005. Vol. 54. N 12. P. 35 923 601.
  231. Cryer P.E. Hypoglycemia, functional brain failure, and brain death // J. Clin. Invest. 2007. V. 117. P. 868−870.
  232. Cullingford Т. E., Eagles D. A., Sato H. The ketogenic diet upregulates expression of the gene encoding the key ketogenic enzyme mitochondrial 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA synthase in rat brain // Epilepsy Res. 2002. V. 49. N2. P. 99−107.
  233. Cutler R.W., Sipe J.C. Mediated transport of glucose between blood and brain in the cat//Amer. J. Physiol. 1971. V. 220. P. 1182−1186.
  234. Dagogo-Jack S.E., Craft S., Cryer P.E. Hypoglycemia -associated autonomic failure in insulin dependent diabetes mellitus // J. Clin. Invest. 1993. V. 91. P. 819 -828.
  235. Daikhin Y., Yudkoff M. Ketone bodies and brain glutamate and GAB A metabolism//Dev. Neurosci. 1998. V. 20. P. 358−364.
  236. Dalsgaard M.K., Quistorff В., Danielsen E.R., Selmer C., Vogelsang Т., Secher N.H. A reduced cerebral metabolic ratio in exercise reflects metabolismand not accumulation of lactate within the human brain // J. Physiol. 2004. V. 554. N2. P. 571−578.
  237. Daniel P. M., Love E. R., Pratt О. E. Insulin and the way the brain handles glucose // J. Neurochem. 1975. V. 25. N 4. P. 471−476.
  238. Daniel P. M., Love E. R., Pratt О. E. The influence of insulin upon the metabolism of glucose by the brain // Proc. Royal Soc. London Biol. Sci. 1977. V. 196. P. 85−104.
  239. Darley-Usmar V., Wiseman H., Halliwell B. Nitric oxide and oxygen radicals: a guestion of balance //FEBS Letters. 1995. V. 369. P. 131−135.
  240. Davis M., Shamoon H. Counterregulatory adaptation to recurrent hypoglycemia in normal humans // J. Clin. Endocrinol. Metab. 1991. V. 73. P. 995−1001.
  241. Davis S.N., Shavers C., Mosqueda-Garcia Costa F. Effects of differing antecedent hypoglycemia on subsequent counterregulation in normal humans // Diabetes. 1997. V. 46. N 9. P. 1328−1335.
  242. Dawson A.G. Oxydation of cytosolic NADH formed during aerobic metabolism in mammalian eels // Trends. Biochem. Sci. 1979. V. 4. N 8. P. 171 176.
  243. Dawson R.M.C. Cerebral amino acids in fluoracetate poisoned, anaesthetized and hypoglycemic rats // Biochim. Biophys. Acta. 1953. V. 11. N 3. P. 548−552.
  244. Deary I.J., Hepburn D.A., MacLeod K.M., Frier B.M. Partitioning the symptoms of hypoglycaemia using multi-sample confirmation factor analysis // Diabetologia. 1993. V. 36. N8. P. 771−777.
  245. DeFronzo R.A., Hendler R., Christensen N. Stimulation of counterregulatory hormonal responses in diabetic man by a fall in glucose concentration // Diabetes. 1980. V. 29. N2. P. 125−131.
  246. Delia Porta P., Maiolo A.T., Negri Y.U. Cerebral blood flow and metabolism in therapeutic insulin coma // Metabolism. 1964. V. 13. N1. P. 131 140.
  247. Depre С., Rider M. H., Hue L. Mechanisms of control of heart glycolysis // Eur. J. Biochem. 1998. V. 258. P. 277 290.
  248. DeRopp R.S., Snedeker E.H. Effect of drugs on amino acid levels in the rat brain//J. Neurochem. 1961. V. 7. N1. P. 128−134.
  249. DeRosa M.A., Cryer P.E. Hypoglycemia and the sympathoadrenal system: neurogenic symptoms are largely the result of sympathetic neural, rather than adrenomedullary, activation // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2004. V. 287. P. 32−41.
  250. Desco M.-C., Asensi M., Marquez R., Martinez-Vails J., Vento M., Pallardo F. V., Sastre J., Vina J. Xanthine oxidase is involved in free radical production in type 1 diabetes. Protection by allopurinol // Diabetes. 2002. V. 51. N P. 11 181 124.
  251. Dhahbi J. M., Mote P. L., Wingo J., Rowley В. C., Cao S. X., Walford R. L., Spindler S. R. Caloric restriction alters the feeding response of key metabolic enzyme genes //Mech. Ageing Dev. 2001. V. 122. N 10. P. 1033−1048.
  252. Diedrich L., Sandoval D., Davis S.N. Hypoglycemia associated autonomic failure // Clin. Auton. Res. 2002. V. 12. N 5. P. 358 -365.
  253. DiRocco R.J., Grill HJ. The forebrain is not essential for sympathoadrenal hyperglycemic response to glucoprivation // Science. 1979. V. 204. P. 112−114.
  254. DiRocco R.J. Measurement of cerebral glucose transport and metabolism during physiological and pathological states // Expl. Biol. Med. 1986. V. 11. N 1. P. 70−121.
  255. Dizon J., Burkhoff D., Tauskela J., Whang J., Cannon P., Katz J. Metabolic inhibition in the perfused rat heart: evidence for glycolytic requirement for normal sodium homeostasis // Am. J. Physiol. Heart. Circ. Physiol. 1998. V. 274. P. 10 821 089.
  256. Djuricic В., Olson S.R., Assaf H.M. Formation of free choline in brain tissue during in vitro energy deprivation. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1991. V. 11. N2. P.308−313.
  257. Dringen R., Hamprecht B. Glucose, insulin, and insulin-like growth factor I regulate the glycogen content of astroglia-rich primary cultures // J. Neurochem. 1992. V. 58. N2. P. 511−517.
  258. Dringen R., Hamprecht B. Involvement of glutathione peroxidase and catalase in the disposal of exogenous hydrogen peroxide by cultured astroglial cells // Brain Res. 1997. V. 759. N 1. P. 67−75.
  259. Dringen R., Kussmaul L., Hamprecht B. Rapid clearance of tertiary butyl hydroperoxide by cultured astroglial cells via oxidation of glutathione // Glia. 1998. V. 23. N2. P. 139−145.
  260. Dringen R. Metabolism and functions of glutathione in brain // Prog. Neurobiol. 2000. V. 62. N 6. P. 649−671.
  261. Dringen R., Pawlowski P. G., Hirrlinger J. Peroxide detoxification’by brain cells // J. Neurosci. Res. 2005. V. 79. N 1−2. P. 157−165.
  262. Dubyak G.R. Ion homeostasis, channels, and transporters: an update on cellular mechanisms // Adv. Physiol. Educ. 2004. V. 28. N 1. P. 143−154.
  263. Duncan A. J., Heales S. J. Nitric oxide and neurological disorders // Mol. Aspects Med. 2005. V. 26. N 1−2. P. 67−96.
  264. Duncombe W. The colorimetric microdetermination of non-esterified fatty acids in plasma // Clin.Chim. Acta. 1964. V. 9. N 2. P. 122−125.
  265. Dunn J., Cranston I.C., Marsden P.K., Amiel S.A. Measurement of brain perfusion in response to acute hypoglycaemia in healthy volunteers: a 150-water positron emission tomography study (Abstract) // Diabetologia. 2004. V. 47. (Suppl. 1). A322.
  266. Dunn-Meynell A.A., Routh V.H., Kang L., Gaspers L., Levin B.E. Glucokinase is the likely mediator of glucosensing in both glucose-excited and glucose-inhibited central neurons // Diabetes. 2002. V. 51. N 7. P. 2056−2065.
  267. Dykens J.A. Isolated cerebral and cerebellar mitochondria produce freerj Iradicals when exposed to elevated Ca and NO: implication for neurodegeneration // J. Neurochem. 1994. V. 63. N3. P. 584−591.
  268. Eisenberg S., Seltzer H.S. The cerebral metabolic effects of acutely induced hypoglycemia in human subjects // Metabolism. 1962. V. 11. N 6. P. 1162−1168.
  269. Ekblom J., Jossan S. S., Bergstrom M., Oreland L., Walum E., Aquilonius S. M. Monoamine oxidase-B in astrocytes // Glia. 1993. V. 8. N 2. P. 122−132.
  270. Engelsen В., Fonnum F. Effects of hypoglycemia on the transmitter pool and the metabolic pool of glutamate in rat brain // Neurosci. Lett. 1983. V. 42. N 3. P. 317−322.
  271. Erdo S.L., Michler A., Wolff J.R. GABA accelerates excitotoxic cell death in cortical cultures: protection by blockers of GABA-gated chloride channels // Brain Res. 1991. V. 542. P. 254−258.
  272. Erecinska M., Zaleska M. M., Nissim I., Nelson D., Dagani F., Yudkoff M. Glucose and synaptosomal glutamate metabolism: studies with 15N. glutamate // J.
  273. Neurochem. 1988. V. 51. N 3. P. 892−902.
  274. Erecinska M., Silver I.A. Metabolism and role of glutamate in mammalian brain // Prog. Neurobiol. 1990. V. 35. N 4. P. 245−296.
  275. Erecinska M., Nelson D., Silver I.A. Metabolic and energetic properties of isolated nerve ending particles (synaptosomes) // Biochim. Biophys. Acta. 1996. V. 1277. P. 13−34.
  276. Escartin C., Valette J., Lebon V., Bonvento G. Neuron-astrocyte interactions in the regulation of brain energy metabolism: a focus on NMR spectroscopy // J. Neurochem. 2006. V. 99. N 2. P. 393−401.
  277. Fahn S., Cohen G. The oxidant stress hypothesis in Parkinson’s disease: evidence supporting it // Ann. Neurol. 1992. V. 32. N 6. P. 804−812.
  278. Fam S. S., Morrow J. D. The isoprostanes: unique products of arachidonic acid oxidation a review// Curr. Med. Chem. 2003. V. 10. N 17. P. 1723−1740.
  279. Fanelli C. G, Di Vincenzo A., Modarelli F. Post-hypoglycaemic hyperketonaemia does not contribute to brain metabolism during insulin-induced hypoglycaemia in humans //Diabetologia. 1993. V. 36. N 11. P. 1191−1197.
  280. Fanelli C.G., Dence C.S., Markham J., Videen Т.О., Paramore D.S., Cryer P.E., Powers W.J. Blood to brain glucose transport and cerebral glucose metabolism are not reduced in poorly controlled type 1 diabetes // Diabetes. 1998. V. 47. N9. P. 1444−1450.
  281. Fanelli C.G., Paramore D.S., Hershey Т., Terkamp C., Ovalle F., Craft S., Cryer P.E. Impact of nocturnal hypoglycemia on hypoglycemic cognitive dysfunction in type 1 diabetes. Diabetes. 1998. V. 47. N 12. P. 1920−1927.
  282. Feise G., Kogure K., Busto K.R. Effect of insulin hypoglycemia upon cerebral energy metabolism and EEG activity in the rat // Brain. Res. 1977. V. 126. N 2. P.263−280.
  283. Ferre P., Foretz M., Azzout-Marniche D., Becard D., Foufelle F. Sterol-regulatory-element-binding protein lc mediates insulin action on hepatic gene expression//Biochem. Soc. Trans. 2001. V. 29. P. 547−552.
  284. Ferrendelli J.A., Chang M.M. Brain metabolism during hypoglycemia. Effect of insulin on regional central nervous system glucose and energy reserves inmice // Arch. Neurol. 1973. V. 28. N3. P. 173−177.
  285. Fisher S.J., Briining J.C., Lannon S., Kahn C.R. Insulin signaling in the central nervous system is critical for the normal sympathoadrenal response to hypoglycemia//Diabetes. 2005. V. 54. N 5. P. 1447−1451.
  286. Fitzpatrick S.M., Cooper A.J.L., Duffy Т.Е. Use of p-methylene-D, L-aspartate to asses the role of aspartate aminotransferase in cerebral oxidative metabolism // J. Neurochem. 1983. V. 41. N 5. P. 1370−1383.
  287. Flanagan D.E., Keshavarz Т., Evans M.L., Flanagan S., Fan X., Jacob R.J., Sherwin R.S. Role of corticotrophin-releasing hormone in the impairment of counterregulatory responses to hypoglycemia // Diabetes. 2003. V. 52. N 3. P. 605−613.
  288. Fonnum F. Glutamate: a neurotransmitter in mammalian brain // J.Neurochem. 1984. V. 42. N 1. P. 1−11.
  289. Fowler C. J., Wiberg A., Oreland L., Marcusson J., Winblad B. The effect of age on the activity and molecular properties of human brain monoamine oxidase // J. Neural. Transm. 1980. V. 49. N 1−2. P. 1−20.
  290. Fowler J. S., Volkow N. D., Wang G. J., Logan J., Pappas N., Shea C., MacGregor R. Age-related increases in brain monoamine oxidase В in living healthy human subjects // Neurobiol. Aging. 1997. V. 18. N 4. P. 431−435.
  291. M., Ramsey R. B. 3-Oxo acid coenzyme A transferase activity in brain and tumors of the nervous system // J. Neurochem. 1978. V. 31, N6. P. 15 291 531.
  292. Fridovich I. Superoxide dismutases. An adaptation to a paramagnetic gas // J. Biol. Chem. 1989. V. 264. N 14. P.7761−7764.
  293. Fridovich I. Superoxide radical and superoxide dismutases // Annu. Rev.
  294. Biochem. 1995. V. 64. N abs. P. 97−112.
  295. Fridovich I. Fundamental aspects of reactive oxygen species, or what’s the matter with oxygen? // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999. V. 893. N 1. P. 13−18.
  296. Frizzell R.T., Jones E.M., Davis S.N., Biggers D.W., Myers S.R., Connolly C.C., Neal D.W., Jaspan J.B., Cherrington A.D. Counterregulation during hypoglycemia is directed by widespread brain regions // Diabetes. 1993. V. 42. N 9. P. 1253−1261.
  297. Fujioka M., Okuchi K., Hiramatsu K.I. Specific changes in human brain after hypoglycemic injury // Stroke. 1997. V. 28. N 3. P. 584−587.
  298. Fujita S., Donovan C.M. Celiac-superior mesenteric ganglionectomy, but not vagotomy, suppresses the sympathoadrenal response to insulin-induced hypoglycemia//Diabetes. 2005. V. 54. P. 3258−3264.
  299. Gaitonde M.K., Dahl D.R., Elliott K.A.C. Entry of glucose carbon into amino acid of rat brain and liver in vivo after injection of uniformly 14C-labelled glucose //Biochem. J. 1965. V. 94. N2. P. 345−352.
  300. Gaitonde M.K., Evison E., Evans G.M. The rate of utilization of glucose via hexosemonophosphate shunt in brain // J. Neurochem. 1983. V. 41. N 5. P. 12 531 260.
  301. Gajewski C.D., Yang L., Schon E.A., Manfredi G. New insights into the bioenergetics of mitochondrial disorders using intracellular ATP reporters // Mol. Biol. Cell. 2003. V. 14. N 9. P. 3628−3635.
  302. Galva M. D., Bondiolotti G. P., Olasmaa M., Picotti G. B. Effect of aging on lazabemide binding, monoamine oxidase activity and monoamine metabolites in human frontal cortex // J. Neural. Transm. Gen. Sect. 1995.V. 101. N 1−3. P. 8394.
  303. Garcia-Fernandez M., Ortega-Saenz P., Castellano A., Lopez-Barneo J. Mechanisms of low-glucose sensitivity in carotid body glomus cells // Diabetes. 2007. V. 56. P. 2893−2900.
  304. Garcia-Nogales P., Almeida A., Bolanos J.P. Peroxynitrite protects neurons against nitric oxide-mediated apoptosis. A key role for glucose-6-phosphate dehydrogenase activity in neuroprotection // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. N 2. P. 864−874.
  305. Garofalo O., Cox D.W., Bachelard H.S. Brain levels of NADH and NAD+ under hypoxic and hypoglycaemic conditions in vitro // J. Neurochem. 1988. V. 51. N 1. P.172−176.
  306. Geering K. FXYD proteins: new regulators of Na-K-ATPase // Am. J. Physiol. Renal Physiol. 2006. V. 290. P. 241−250.
  307. Geha R.M., Rebrin I., Chen K., Shih J.C. Substrate and inhibitor specificities for human monoamine oxidase A and В are influenced by a single amino acid // J. Biol. Chem. 2001. V. 276. N 13. P. 9877- 9882.
  308. Gerlach M., Ben-Shachar D., Riederer P., Youdim M.B.H. Altered brain metabolism of iron as a cause of neurodegenerative diseases? // J. Neurochem. 1994. V. 63. N3. P. 793−807.
  309. Ghajar J.B.G., Plum F., Duffy Т.Е. Cerebral oxidative metabolism and blood flow during acute hypoglycemia and recovery un unanaesthetised rats // J. Neurochem. 1982. V. 38. N 3. P. 397−409.
  310. Ghajar J.B.G., Gibson G.E., Duffy Т.Е. Regional acetylcholine metabolismin brain during acute hypoglycemia and recovery // J. Neurochem. 1985. V. 44. N l.P. 94−98.
  311. Gibson G.E., Blass J.P. Impaired synthesis of acetylcholine in brain accompanying mild hypoxia and hypoglycemia // J. Neurochem. 1976. V. 27. N 1. P.37−42.
  312. Gjedde A., Crone C. Induction processes in blood-brain transfer of ketone bodies during starvation // Am. J. Physiol. 1975. V. 229. N 5. P. 1165−1169.
  313. Gjedde A., Crone C. Blood-brain glucose transfer: repression in chronic hyperglycemia// Science. 1981. V. 214. P. 456−457.'
  314. Goldberg N.D., Passoneau J.V., Lowry O.H. Effects of changes in brain metabolism on the levels of citryc acid cycle intermediates // J. Biol. Chem. 1966. V. 241. N17. P. 2997−3003.
  315. Gonzalez F. J. Role of cytochromes P450 in chemical toxicity and oxidative stress: studies with CYP2E1 // Mutat. Res. 2005. V. 569. N 1−2. P. 101−110.
  316. Goodenr C.J., Horn D.G., Berrie M.A. Investtigation of the effect of insulin upon regional brain glucose metabolism in the rat in vivo // Endocrinology. 1980. V. 107. N6. P. 1827−1832.
  317. Gorbunov N., Esposito T. Activation of glutamate receptors stimulates the formation of nitrite in synaptosomes from rat cerebellum // J. Neurochem. 1994. V. 62. N6. P. 2205−2211.
  318. Gorell J.M., Law M.M., Lowry O.H., Ferrendelli J.A. Levels of cerebral cortical glycolytic and citryc acid cycle metabolytes during hypoglycemic stupor and its reversal // J. Neurochem. 1977. V. 29. N 1. P. 187−191.
  319. Gosmanov N.R., Szoke E., Israelian Z., Smith Т., Cryer P.E., Gerich J.E., Meyer C. Role of the decrement in intraislet insulin for the glucagon response to hypoglycemia in humans // Diabetes Care. 2005. V. 281. P. 124−1131.
  320. Grasic G.P., Hollman M. Molecular neurobiology of glutamate receptors // Annu.Rev. Physiol. Palo Alto (Calif.). 1992. P. 507−586.
  321. A. E., Todorova M. Т., McGowan R., Seyfried T. N. Caloric restriction inhibits seizure susceptibility in epileptic EL mice by reducing blood glucose//Epilepsia.2001. V.42.N11 .P. 1371 -13 78.
  322. Greene A.E., Todorova M.T., Seyfried T.N. Perspectives on the metabolic management of epilepsy through dietary reduction of glucose and elevation of ketone bodies // J. Neurochem. 2003. V. 86. N 3. P. 529−537.
  323. Gribble F.M., Loussouarn G., Tucker S.J., Zhao C., Nichols C.G., Ashcroft F.M. A novel method for measurement of submembrane ATP concentration // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. P. 30 046−30 049.
  324. Grillo C., Piroli G., Lima A., McEwen B.S., De Nicola A.F. Aldosterone up-regulates mRNA for the a- and (3-isoforms of (Na, K)-ATPase in several brain regions from adrenalectomized rats // Brain Res. 1997. V. 767. N 1. P. 120−127.
  325. Gubler С J. Studies of the physiological function of tiamine // J. Biol. Chem. 1961. V. 236. P. 3112−3120.
  326. Guo M., WuM. H., Korompai F., Yuan S. Y. Upregulation of PKC genes and isozymes in cardiovascular tissues during early stages of experimental diabetes //
  327. Physiol. Genomics. 2003. V. 12. P. 139 146.
  328. Cutler R.W., Sipe J.C. Mediated transport of glucose between blood and brain in the cat // Amer. J. Physiol. 1971. V. 220. P. 1182−1186.
  329. Gutteridge J. M. Iron promoters of the Fenton reaction and lipid peroxidation can be released from haemoglobin by peroxides // FEBS Lett. 1986. V. 201. N 2. P. 291−295.
  330. Guzman M., Blazquez C. Is there an astrocyte-neuron ketone body shuttle? // Trends Endocrinol. Metab. 2001. V. 12. N 4. P. 169−173.
  331. Haberg A., Qu H., Bakken I. J., Sande L. M., White L. R., Haraldseth O., 1
  332. Unsgard G., Aasly J., Sonnewald U. In vitro and ex vivo C-NMR spectroscopy studies of pyruvate recycling in brain // Dev. Neurosci. 1998. V. 20. P. 389−398.
  333. Halliwell В., Gutteridge J. M. Oxygen toxicity, oxygen radicals, transition metals and disease // Biochem. J. 1984. V. 219. N 1. P. 1−14.
  334. Halliwell В., Gutteridge J. M. Role of free radicals and catalytic metal ions in human disease: an overview // Methods Enzymol. 1990. V. 186. P. 1−85.
  335. Halliwell В., Gutteridge J. M. Biologically relevant metal ion-dependent hydroxyl radical generation. An update // FEBS Lett. 1992. V. 307. N 1. P. 108 112.
  336. Halliwell B. Reactive oxygen species and the central nervous system // J. Neurochem. 1992. V. 59. N 5. P. 1609−1623.
  337. Halliwell В., Gutteridge J. M. Lipid peroxidation in brain homogenates: the role of iron and hydroxyl radicals // J. Neurochem. 1997. V. 69. N 3. P. 1330−1331.
  338. Halliwell В., Zhao K., Whiteman M. Nitric oxide and peroxynitrite. The ugly, the uglier and the not so good: a personal view of recent controversies // Free Radic. Res. 1999. V. 31. N 6. P. 651−669.
  339. Halliwell B. Role of free radicals in the neurodegenerative diseases: therapeutic implications for antioxidant treatment // Drugs Aging. 2001. V. 18. N 9. P. 685−716.
  340. Halliwell В. Hypothesis: proteasomal dysfunction: a primary event in neurodegeneration that leads to nitrative and oxidative stress and subsequent cell death //Ann. N. Y. Acad. Sci. 2002. V. 962. N 1. P. 182−194.
  341. Halliwell B. Oxidative stress in cell culture: an under-appreciated problem? // FEBS Lett. 2003. V. 540. N 1−2. P. 3−6.
  342. Halliwell В., Whiteman M. Measuring reactive species and oxidative damage in vivo and in cell culture: how should you do it and what do the results mean? // Br. J. Pharmacol. 2004. V. 142. P. 231−255.
  343. Halliwell В., Rafter J., Jenner A. Health promotion by flavonoids, tocopherols, tocotrienols, and other phenols: direct or indirect effects? Antioxidant or not? // Am. J. Clin. Nutr. 2005. V. 81. P. 268−276.
  344. Halliwell B. Oxidative stress and neurodegeneration: where are we now? // J. Neurochem. 2006. V. 97. N 6. P. 1634−1658.
  345. Hamai M., Minokoshi Y., Shimazu T. L-Glutamate and insulin enhance glycogen synthesis in cultured astrocytes from the rat brain through different intracellular mechanisms // J. Neurochem. 1999. V. 73. N. 1. P. 400- 407.
  346. Han S.M., Kim M.S., Namkoong C., Jang P., Chun S., Park J.Y., Lee K.U. Hypothalamic AMP-activated protein kinase mediates counterregulatory responses to hypoglycemia (Abstract) // Diabetes. 2005. V. 54. (Suppl. 1).A387.
  347. Нага M. R., Snyder S. H. Cell signaling and neuronal death // Annu. Rev. Pharmacol. Toxicol. 2007. V. 47. P. 117−141.
  348. Harris R.J., Wieloch Т., Symon L., Siesjo B.K. Cerebral extracellular calcium activity in severe hypoglycemia: Relation to extracellular potassium and energy state // J. Cereb. Blood Flow Metabol. 1984. V. 4. N 2. P. 187−193.
  349. Harten В., Leeuw F.-E., Weinstein H.C., Scheltens P., Biessels G.J. Brain imaging in patients with diabetes. A systematic review // Diabetes Care.2006. V. 29. P. 2539−2548.
  350. Harvey J. Leptin: a diverse regulator of neuronal function // J. Neurochem.2007. V. 100. N2. P. 307−313.
  351. Hassel В., Bachelard H., Jones P., Fonnum F., Sonnewald U. Trafficking ofamino acids between neurons and glia in vivo. Effects of inhibition of glial metabolism by fluoroacetate // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1997. V.17. P. 12 301 238.
  352. Hasselbalch S.G., Knudsen G.M., Capaldo В., Postiglione A., Paulson O.B. Blood-brain barrier transport and brain metabolism of glucose during acute hyperglycemia in humans // J. Clin. Endocrinol. Metab. 2001. V. 86. N 5. P. 19 861 990.
  353. Hauptmann N., Grimsby J., Shih J. C. Cadenas E. The metabolism of tyramine by monoamine oxidase A/B causes oxidative damage to mitochondrial DNA // Arch. Biochem. Biophys. 1996. V. 335. N 2. P. 295−304.
  354. Hawkins R.A., Mans A.M. Intermediary metabolism of carbohydrates and other fuels // Handb. Neurochem. 1983. V. 3. P. 259−292.
  355. Hawkins R.A., O’Kane R.L., Simpson I.A., Vina J.R. Structure of the blood-brain barrier and its role in the transport of amino acids // J. Nutr. 2006. V. 136. P. 218−226.
  356. Heller S.R., Cryer P.E. Reduced neuroendocrine and symptomatic responses to subsequent hypoglycemia after one episode of hypoglycemia in nondiabetic humans // Diabetes. 1991. V. 40. N 2. P. 223−226.
  357. Henn F. A., Hamberger A. Glial cell function: uptake of transmitter substances // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1971. V. 68. P. 2686−2690.
  358. Hepburn D.A., MacLeod K.M., Pell A.C., Scougal I.J., Frier B.M. Frequency and symptoms of hypoglycaemia experienced by patients with type 2 diabetes treated with insulin//Diabet. Med. 1993. V.10. N 3. P. 231−237.
  359. Hernandez R.J. Na+/K±ATPase regulation by neurotransmitters // Neurochem. Int. 1992. V. 20. N 1. P. 1−10.
  360. Hertz L., Wu P. H., Schousboe A. Evidence for net uptake of GABA into mouse astrocytes in primary cultures: its sodium dependence and potassium independence //Neurochem. Res. 1978. V. 3. N 3. P. 313−323.
  361. Hertz L., Dringen R., Schousboe A., Robinson S. R. Astrocytes: glutamate producers for neurons // J. Neurosci. Res. 1999. V. 57. P. 417−428.
  362. Hertz L., Yu A. C., Kala G., Schousboe A. Neuronal-astrocytic and cytosolic-mitochondrial metabolite trafficking during brain activation, hyperammonemia and energy deprivation // Neurochem. Int. 2000. V. 37. N 2−3. P. 83−102.
  363. Herzog R.I., Chan O., Yu S., Dziura J., McNay E.C., Sherwin R.S. Effect of acute and recurrent hypoglycemia on changes in brain glycogen concentration // Endocrinol. 2008. V. 149. N4. P. 1499−1504.
  364. Hevener A.L., Bergman R.N., Donovan C.M. Portal vein afferents are critical for the sympathoadrenal response to hypoglycemia // Diabetes. 2000. V. 49. N 1. P. 8 12.
  365. Heyes M.P., Papagapiou M., Leonard C. Markey S.P., Auer R.N. Brain and plasma quinolinic acid in profound insulin-induced hypoglycemia // J. Neurochem. 1990. V.54. N 3. P. 1027−1033.
  366. Hinzen D.H., Becker P., Muller U. Einfluss von Insulin auf den regionalen Phospholipidstoffwechsel des Kaninchengehirns in vivo // Pflugers Arch. 1970. Bd. 321. N 1. S. 1−14.
  367. Hinzen D.H., Muller U. Energistoffwechsel und Funktion des Kaninchengehirns wahrend Insulinhypoglykamie // Pflugers Arch. 1971. Bd. 322. N 1. S. 47−59.
  368. Hirk J.E. A procedure for quantitative determination of the diaphorase activity of connective tussie // Clinical Chemistry. 1963. V. 9. N 6. P. 776−779.
  369. Hirrlinger J., Resch A., Gutterer J.M., Dringen R. Oligodendroglial cells in culture effectively dispose of exogenous hydrogen peroxide: comparison with cultured neurones, astroglial and microglial cells // J. Neurochem. 2002. V. 82. N 3.P. 635−644.
  370. Holstein A., Plaschke A., Egberts E.-H. Clinical characterization of severe hypoglycemia: a prospective population-based study // Exp. Clin. Endocrinol. Diabetes. 2003. V.lll. N 6. P.364−369.
  371. Honegger P., Braissant O., Henry H., Boulat O., Bachmann C., Zurich M.-G., Pardo B. Alteration of amino acid metabolism in neuronal aggregate cultures exposed to hypoglycaemic conditions // J. Neurochem. 2002. Vol. 81. N 6. P. 1141−1151.
  372. Horber F. F., Haymond M. W. Human growth hormone prevents the protein catabolic side effects of prednisone in humans // J. Clin. Invest. 1990. V. 86. N 1. P. 265−272.
  373. Horinaka N., Artz N., Jehle J. Examination of potential mechanisms in the enhancement of cerebral blood flow by hypoglycemia and pharmacological doses of deoxyglucose //J. Cereb. Blood Flow Metab. 1997. V. 17. N 1. P. 54−63.
  374. Hou X., Roberts L. J. II., Gobeil F. Jr. Isomer-specific contractile effects of a series of synthetic F2-isoprostanes on retinal and cerebral microvasculature // Free Radic. Biol. Med. 2004. V. 36. N 2. P. 163−172.
  375. HubalekF., Pohl J., Edmondson D.E. Structural comparison of human monoamine oxidases A and B. Mass spectrometry monitoring of cysteine reactivities //J. Biol. Chem. 2003. V. 278. N. 31. P. 28 612 28 618.
  376. Humphries К. M., Yoo Y., Szweda L. I. Inhibition of NADH-linked mitochondrial respiration by 4-hydroxy-2-nonenal // Biochemistry. 1998. V. 37. N 2. P. 552−557.
  377. Hutson S. M., Berkich D., Drown P., Xu В., Aschner M., LaNoue K.F. Role of branched-chain aminotransferase isoenzymes and gabapentin in neurotransmitter metabolism // J. Neurochem. 1998. V. 71. N 2. P. 863−8874.
  378. Ikeda M., Yoshida S., Busto R. Cerebral phosphoinositide and energy metabolism during and after insulin-induced hypoglycemia. // J. Neurochem. 1987. V. 49. N1. P. 100−106.
  379. Ikemoto A., Bole D.G., Ueda T. Glycolysis and glutamate accumulation into synaptic vesicles. Role of glyceraldehyde phosphate dehydrogenase and 3-phosphoglycerate kinase // J. Biol. Chem. 2003. V. 278. N 8. P. 5929−5940.
  380. Imai Т., Kondo M., Isobe K. Cerebral energy metabolism in insulin induced hypoglycemia in newborn piglets: in vivo 3 IP-nuclear magnetic resonance spectroscopy // Acta Paediatr. Jpn. 1996. V. 38. N 4. P. 343−347.
  381. Imlay J. A. Pathways of oxidative damage // Annu. Rev. Microbiol. 2003. V.57. P. 395−418.
  382. Inoue K., Koizumi S., Tsuda M. The role of nucleotides in the neuron-glia communication responsible for the brain functions // J. Neurochem. 2007. V. 102. N5. P. 1447−1458.
  383. Inouye K., Shum K., Chan O., Mathoo J., Matthews S.G., Vranic M. Effects of recurrent hyperinsulinemia with and without hypoglycemia on counterregulation in diabetic rats // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2002. V. 282. P. 1369−1379.
  384. Irwin I., Delanney L., Chan P., Sandy M. S., Di Monte D. A., Langston J. W. Nigrostriatal monoamine oxidase A and В in aging squirrel monkeys and C57BL/6 mice // Neurobiol. Aging. 1997. V. 18. N 2. P. 235−241.
  385. Israelian Z., Gosmanov N.R., Szoke E., Bokhari S., Cryer P.E., Gerich J.E.,
  386. Meyer С. Increasing the decrement in insulin secretion improves glucagon responses to hypoglycemia in advanced type 2 diabetes // Diabetes Care. 2005. V. 28. P. 2691−2696.
  387. Jenner, P., and Olanow, C. W. Oxidative stress and the pathogenesis of Parkinson’s disease // Neurology. 1996. V.47. Suppl. 3. P. 161−170.
  388. Jiang H., Jiang Q., Liu W., Feng J. Parkin suppresses the expression of monoamine oxidases //J. Biol. Chem. 2006. V. 281. N 13. P. 8591- 8599.
  389. Johnson J.L. Glutamic asid as a synaptic transmitter in the nervous system. A review // Brain Res. 1972. V. 37. N 1. P. 1−4.
  390. Johnston J. P. Some observations upon a new inhibitor of monoamine oxidase in brain tissue// Biochem. Pharmacol. 1968. V. 17. P. 1285−1297.
  391. Kanamori K., Ross B. D. In vivo activity of glutaminase in the brain of hyperammonaemic rats measured in vivo by 15N nuclear magnetic resonance // Biochem. J. 1995. V. 305. P. 329−336.
  392. Kaufman E. E., Driscoll B. F. Evidence for cooperativity between neurons and astroglia in the regulation of CO2 fixation in vitro // Dev. Neurosci. 1993. V. 15. P. 299−305.
  393. Kaur G., Kaur K. Effect of acute starvation on monoamine oxidase and Na+, K (+)-ATPase activity in rat brain // Mol. Chem. Neuropathol. 1990. V. 13. N 3. 175−183.
  394. Kaur G., Arora S.K. Acetylcholinesterase and Na+, K (+)-ATPase activities in different regions of rat brain during insulin-induced hypoglycemia // Mol. Chem. Neuropathol. 1994. V. 21. N 1. P. 83−93.
  395. Keating D.J. Mitochondrial dysfunction, oxidative stress, regulation of exocytosis and their relevance to neurodegenerative diseases // J. Neurochem. 2008. V.104.N2. P. 298−305.
  396. Kemp A., Kits A. A colorimetric micromethod for the determination of glycogen in tissues // Biochem. J. 1954. V. 56. N 4. P. 646 648.
  397. Kiessling M., Weigel K., Gartzen D., Kleihues P. Regional heterogeneity of L-(3- 3H) tyrosine incorporation intorat brain proteins during severe hypoglycemia // J. Cereb. Blood Flow Metabol. 1982. V. 2. N 2. P. 249−253.
  398. Kiernan M.C., Cindy Lin C. S.-Y., Burke D. Differences in activity-dependent hyperpolarization in human sensory and motor axons // J. Physiol. 2004. V. 558. N1. P. 341−349.
  399. Kiessling M., Xie Y., Kleihues P. Regionally selective inhibition of cerebral protein sinthesis in the rat during hypoglycemia and recovery // J. Neurochem. 1984. V. 43. N6. P. 1507−1514.
  400. Kimura Т., Allen P.B., Nairn A.C., Caplan M.J. Arrestins and spinophilin competitively regulate Na+, K±ATPase trafficking through association with a large cytoplasmic loop of the Na+, K±ATPase // Mol. Biol. Cell. 2007. V. 18. N 11. P. 4508−4518.
  401. King P., Parkin H., Macdonald I.A. The effect of intravenous lactate on cerebral function during hypoglycaemia // Diabet Med. 1997. V. 14. N 1. P. 19−28.
  402. Knauff H.G., Mark D., Mayer G. Des verhalten der Proteine und der serin -und colaminhaltigen Phosphatide des Zentralnervenzystems wahrend der Insulinhypoglykamie // Hoppe-Seylers Z. Physiol. Chem. 1961. Bd. 326. N 21. S. 227 234.
  403. Knecht К., Wiesmiiller K.H., Gnau V., Jung G., Meyermann R., Todd K.G., Hamprecht B. AMP deaminase in rat brain: localization in neurons and ependymal cells // J. Neurosci. Res. 2001. V. 66. N 5. P. 941−950.
  404. Knoll J., Magyar K. Some puzzling pharmacological effects of monoamine oxidase inhibitors // Adv. Biochem. Psychopharmacol. 1972. V. 5. N 2. P. 393 408.
  405. Kodl C.T., Seaquist E.R. Cognitive dysfunction and diabetes mellitus // Endocrin. Rev. 2008. V. 29. N 4. P. 494−511.
  406. Koh D. W., Dawson Т. M., Dawson V. L. Mediation of cell death by poly (ADP-ribose) polymerase-1 // Pharmacol. Res. 2005. V. 52. P. 5−14.
  407. Koivikko M.L., Salmela P.I., Airaksinen K.E.J., Tapanainen J.S., Ruokonen A., Makikallio Т.Н., Huikuri H.V. Effects of sustained insulin-induced hypoglycemia on cardiovascular autonomic regulation in type 1 diabetes // Diabetes.2005.V.54.P.744−750.
  408. Korf J., Gramsbergen J.B. Timing of potential and metabolic brain energy // J. Neurochem. 2007. V. 103. N 5. P. 1697−1708.
  409. Kovachich G.B., Haugaard N. Pyruvate dehydrogenase activation in rat brain cortical slices by elevated concentrations of external potassium ions // J. Neurochem. 1977. V. 28. N 5. P. 923−927.
  410. Koubova J., Guarente L. How does calorie restriction work? // Genes Dev. 2003 .V.17.N3.P.313−321.
  411. Koyama Y., Coker R.H., Stone E.E., Lacy D.B., Jabbour K., Williams P.E.,
  412. Wasserman D.H. Evidence that carotid bodies play an important role in glucoregulation in vivo// Diabetes. 2000. V. 49. N 9. P. 1434−1442.
  413. Krebs H.A., Veech R. Regulation of the redox state of the pyridine nucleatides in liver // Pyridine nucleatide dependent dehydrogenases / H. Sund eds. Berlin, New-York, Springer-Verlag. 1970. P. 413−438.
  414. Kristian Т., Gido G., Siesjo B.K. Brain calcium metabolism in hypoglycemic coma//J.Cereb. Blood Flow Metab. 1993. V. 13. N 6. P. 955−961.
  415. Kristian Т., Gido G., Siesjo B.K. The influence of acidosis on hypoglycemic brain damage. //J. Cereb. Blood Flow Metab. 1995. V. 15. N 1. P.78−87.
  416. Kudin A.P., Debska-Vielhaber G., Kunz W.S. Characterization of superoxide production sites in isolated rat brain and skeletal muscle mitochondria // Biomed. Pharmacother. 2005. V. 59. N 4. P. 163−168.
  417. Kumagai A.K., Kang Y.S., Boado R.J., Pardridge W.M. Upregulation of GLUT1 glucose transporter mRNA and protein in experimental chronic hypoglycemia//Diabetes. 1995. V. 44. N 12. P. 1399−1404.
  418. Kumagai A. K. Glucose transport in brain and retina: implications in the management and complications of diabetes // Diabet. Metab. Res. Rev. 1999. V. 15. N 4. P. 261−273.
  419. Kumar P. How sweet it is: sensing low glucose in the carotid body // J. Physiol. 2007. V. 578. N.3. 627−630.
  420. Kussmaul L., Hamprecht В., Dringen R. The detoxification of cumene hydroperoxide by the glutathione system of cultured astroglial cells hinges on hexose availability for the regeneration of NADPH // J. Neurochem. 1999. V. 73. N3. P. 1246−1253.
  421. Kvamme E., Lenda K. Regulation of glutaminase by exogenous glutamate, ammonia and 2-oxoglutarate in synaptosomal enriched preparation from rat brain // Neurochem. Res. 1982. V. 7. N 6. P. 667−678.
  422. Lafon-Cazal M., Pietri S., Culcasi M., Bockaert J. NMDA-dependent superoxide production and neurotoxicity// Nature. 1993. V.364. P. 535−537.
  423. Lai J.C.K., Clark J.B. Isocitrate dehydrogenase and malate dehydrogenase in sinaptic and non-synaptic rat brain mitochondria: a comparison of their kinetic constants //Biochem. Soc. Trans. 1978. V. 6. N 5. P. 993−995.
  424. Lai J.C.K., Cooper A.J.L. Brain a-ketoglutarate dehydrogenase complex: kinetic properties regional distribution and effects of inhibitors // J. Neurochem. 1986. V. 47. N5. P. 1376−1386.
  425. La Noue K. F., Niklas W.J., Williamson J.R. Control of citric acid cicle activity in rat heart mitochondria // J. Biol. Chem. 1970. V. 245. N 1. P. 102−111.
  426. Larsson О. M., Schousboe A. Kinetic characterization of GABA-transaminase from cultured neurons and astrocytes // Neurochem. Res. 1990. V.15.N P. 1073−1077.
  427. Lebedev A.A., Gurkovskaya O.V., Nozdrachev A.D., Shabanov P.D. Role of the dopaminergic system of the brain in the effects of glucocorticoid hormones // Neurosci. Behav. Physiol. 2003.V.33, N3. P.231−236.
  428. Lebovitz R. M., Zhang H., Vogel H., Cartwright J. Jr, Dionne L., Lu N.,
  429. Huang S., Matzuk M. M. Neurodegeneration, myocardial injury, and perinatal death in mitochondrial superoxide dismutase-deficient mice // Proc. Natl Acad. Sci. USA. 1996. V. 93. N 18. P. 9782−9787.
  430. Lee С. K., Weindruch R., Prolla T. A. Gene-expression profile of the ageing brain in mice // Nat. Genet. 2000. V. 25. N 3. P. 294−297.
  431. Lee S.M., Koh H.J., Park D.C., Song В .J., Huh T.L., Park J.W. Cytosolic NADP±dependent isocitrate dehydrogenase status modulates oxidative damage to cells//Free Radic. Biol. Med. 2002. V. 32. N11. P. 1185−1196.
  432. Lee S.P., Yeoh L., Harris N.D., Davies C.M., Robinson R.T., Leathard A., Newman C., Macdonaldl.A., Heller S.R. Influence of autonomic neuropathy on QTc interval lengthening during hypoglycemia in type 1 diabetes // Diabetes. 2004. V. 53. P. 1535−1542.
  433. Lee Van der K. A. J. M., Willemsen P. H. M., Samec S. Fasting-induced changes in the expression of genes controlling substrate metabolism in the rat heart //J. Lipid Res. 2001. Vol. 42. P. 1752- 1758.
  434. Leino R. L., Gerhart D. Z., Duelli R., Enerson В. E., Drewes L. R. Diet-induced ketosis increases monocarboxylate transporter (MCT1) levels in rat brain. Neurochem. Int. 2001. V.38. N 6. P. 519−527.
  435. Lenaz G., Bovina C., Castelluccio C., Fato R., Formiggini G., Genova M. L., Marchetti M., Pich M. M., Pallotti F., Parenti Castelli G., Biagini G. Mitochondrial complex I defects in aging // Mol. Cell. Biochem. 1997. V. 174. N 1−2. P. 329−333.
  436. Leong S.F., Clark J.B. Regional developmental of glutamate dehydrogenase in the rat brain // J. Neurochem. 1984. V. 43. N 1. P. 105−111.
  437. Levin B.E., Routh V.H., Kang L., Sanders N.M., Dunn-Meynell A.A. Neuronal glucosensing. What do we know after 50 years? // Diabetes. 2004. V. 53. P. 2521−2528.
  438. Levy L. M., Warr O., Attwell D. Stoichiometry of the glial glutamate transporter GLT-1 expressed inducibly in a Chinese hamster ovary cell line selected for low endogenous Na±dependent glutamate uptake // J. Neurosci. 1998. V. 18. N23. P. 9620−9628.
  439. Lewis L.D., Ljunggren В., Norberg K., Siesjo B.K. Changes in carbohydrate substrates, amino acids and ammonia in the brain during insulin-induced hypoglycemia // J. Neurochem. 1974. V. 23. N 4. P. 659−671.
  440. Lewis L.D., Ljunggren В., Ratcheson R.A., Siesjo B.K. Cerebral energy state in insulin-induced hypoglycemia, related to blood glucose and to EEG // J. Neurochem. 1974. V. 23. N 4. P. 673−679.
  441. Liang L. P., Patel M. Iron-sulfur enzyme mediated mitochondrial superoxide toxicity in experimental Parkinson’s disease // J. Neurochem. 2004. V. 90. N 5. P. 1076−1084.
  442. Lilavivathana U., Brodows R.G., Woolf P.D., Campbell R.G. Counterregulatory hormonal responses to rapid glucose lowering in diabetic man // Diabetes. 1979. V. 28. N 10. P. 873−877.
  443. Lin S. J., Kaeberlein M., Andalis A. A., Sturtz L. A., Defossez P. A., Culotta V. C., Fink G. R., Guarente L. Calorie restriction extends Saccharomyces cerevisiae lifespan by increasing respiration // Nature. 2002. V. 418. N 6895. P. 344−348.
  444. Linder N., Rapola J., Raivio К. O. Cellular expression of xanthine oxidoreductase protein in normal human tissues // Lab. Invest. 1999. V.79. N 8. P. 967−974.
  445. Lindvall O., Auer R.N., Siesjo B.K. Mechanisms of hypoglycemic brain damage. Evidence against a significant role of the noradrenergic locus coeruleus system // Exp. Brain Res. 1988. V. 73. N 1. P. 219−223.
  446. Liochev S. I., Fridovich I. Cross-compartment protection by SOD1 // Free
  447. Radic. Biol. Med. 2005. V. 38. N 1. P. 146−147.
  448. Lipton P., Robacker K. Glycolysis and brain function: IC+. stimulation of protein synthesis and K+ uptake require glycolysis// Fed. Proc. 1983. V. 42. N 12. P. 2875−2880.
  449. Lipton P. Glycolysis is necessary for normal synaptic transmission in guinea-pig hippocampal slices // Soc. Neurosci. Abstr. 1991. V. 17. P. 1155.
  450. Ljunggren В., Schutz H., Siesjo B.K. Changes in energy state and acid-base parameters of the rat brain during complete compression ischemia // Brain Res. 1974. V. 73. N2. P. 277−289.
  451. Logan W.J., Snyder S.H. Unigue high affinity uptake systems for glycine, glutamic and aspartic acids in central nervous tussie of the rat // Nature (London). 1971. V 234. P. 297−299.
  452. Losy J., Bernat R. Catecholamines in the rat brain during hypoglycemic convulsions and coma // Acta Physiol. Pol. 1989. V. 40. N 5−6. P. 479−485.
  453. Lowry O.H., Rosebough N.J., Farr A.L., Randall R.J. Protein measuriment with the folin phenol reagent // J. Biol. Chem. 1951. V. 193. P. 265−275.
  454. Lund-Andersen H., Kjeldsen C.S. Uptake of glucose analogues by rat brain cortecs slices: membrane transport versus metabolism of 2-deoxy- D- glucose // J. Neurochem. 1977. V. 29. N 2. P. 205−211.
  455. Lund-Andersen H. Transport of glucose from blood to brain // Physiol. Rev. 1979. V. 59. N2. P. 305−348.
  456. Magistretti P. J, Pellerin L. Cellular mechanisms of brain energy metabolism: Relevance to functional brain imaging and to neurodegenerative disorders // Ann. NY Acad. Sci. 1996. V. 777. P. 380−387.
  457. Magistretti P. Brain energy metabolism. In: Fundamental Neuroscience, 2nd edn. (Squire, L., ed.). Academic Press, New York. 2003. pp. 339−360.
  458. Maher F., Vannucci S.J., Simpson I.A. Glucose transporter proteins in brain // FASEB J. 1994. V. 8. P. 1003−1011.
  459. Mailly F., Marin P., Israel M., Glowinski J., Premont J. Increase in external glutamate and NMDA receptor activation contribute toCb-induced neuronal apoptosis//J. Neurochem. 1999. V.73.N3.P. 1181−1188.
  460. Marinelli S., Federici M., Giacomini P., Bernardi G., Mercuri N.B. Hypoglycemia enhances ionotropic but reduces metabotropic glutamate responses in substantia nigra dopaminergic neurons // J. Neurophysiol. 2001. V. 85. P. 11 591 166.
  461. Marks V., Teale J.D. Hypoglycemia: factitious and felonious // Endocrinol. Metab. Clin. 1999. V. 28. N 3. P. 579−601.
  462. Marris P.G., Bachelard H.S., Cox-Dawid W.G., Cooper J.C. C13 nuclear magnetic resonances studies of glucose metabolism in guinea-pig brain slices // Biochem. Soc. Trans. 1986. V. 14. N 6. P. 1270−1271.
  463. Martin D. L. The role of glia in the inactivation of neurotransmitters. In: Neuroglia. (Kettenmann H., Ransom B.R. eds.) Oxford University Press N. Y. 1995. P. 732−745.
  464. Martinez-Hernandez A., Bell K. P., Norenberg M. D. Glutamine synthetase: glial localization in brain // Science. 1977. V. 195. P. 1356−1358.
  465. Marty N., Dallaporta M., Thorens B. Brain glucose sensing, counterregulation, and energy homeostasis //Physiology. 2007. V. 22. N 4. P. 241 251.
  466. Marynissen G., Sener A., Malaisse W.J. Occurrence of the purine nucleotide cycle in rat pancreatic islets // Biochem. Med. Metab. Biol. 1992. V. 48. N 2. 127 136.
  467. Mastaitis J.W., Wurmbach E., Cheng H., Sealfon S.C., Mobbs C.V. Acute induction of gene expression in brain and liver by insulin-induced hypoglycemia // Diabetes. 2005. V. 54. N 4. P. 952−958.
  468. Matsumoto N., Kumamoto E., Furue H., Yoshimura M. GABA-mediated inhibition of glutamate release during ischemia in substantia gelatinosa of the adult rat//J. Neurophysiol. 2003. V. 89. P. 257−264.
  469. Matthaei S., Horuk R., Olefsky J.M. Blood-brain glucose transfer in diabetes mellitus. Decreased number of glucose transporters at blood-brain barrier // Diabetes. 1986. V. 35. N 10. P. 1181−1184.
  470. McAuley V., Deary I.J., Freier B.M. Symptoms of hypoglycemia in people with diabetes // Diabet. Med. 2001. V. 18. N 9. P. 690 705.
  471. McCall A.L., Millington W.R., Wurtman R.J. Metabolic fuel and amino acid transport into the brain in experimental diabetes mellitus // Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 1982. V. 79. P. 5406−5410.
  472. McCall A.L., Fixman L.B., Fleming N., Tornheim K., Chick W., Ruderman N.B. Chronic hypoglycemia increases brain glucose transport // Am. J. Physiol. 1986. V. 251. P. 442−447.
  473. McCrimmon R.J., Fan X., Evans M.L., McNay E., Chan O., Ding Y., Sherwin R.S. VMH K-ATP channels play a key role in sensing hypoglycemia and triggering counterregulatory hormonal responses (Abstract) // Diabetes. 2004. V. 53 (Suppl. 2). A42.
  474. McCrimmon R.J., Fan X., Shaw M., Zhu W., Ding Y., Sherwin R.S. Reversal of defective hormone responses to hypoglycemia through activation of AMP-kinase in rat ventromedial hypothalamus (Abstract) // Diabetes. 2005. V. 54. (Suppl. 1). A69.
  475. H. Мак Илвейн. Биохимия и центральная нервная система. М.: Изд. иностр. лит. 1962. 420 с.
  476. Mcllwain Н. Bachelard H.S. Biochemistry and the central nervous sistem. Churchill Livingstone, Edinburg, London, 1971. 346 p.
  477. McKenna M. C., Sonnewald U., Huang X., Stevenson J., Zielke H. R. Exogenous glutamate concentration regulates the metabolic fate of glutamate in astrocytes // J. Neurochem. 1996. V. 66. N 1. P. 386−393.
  478. McKenna M. C., Tildon J. Т., Stevenson J. H., Huang X., Kingwell K. G. Regulation of mitochondrial and cytosolic malic enzymes from cultured rat brain astrocytes // Neurochem. Res. 1995. V. 20. N 12. P. 1491−1501.
  479. Meldrum B. S. Glutamate as a neurotransmitter in the brain: review of physiology and pathology // 2000. J. Nutr. V. 130. P. 1007−1015.
  480. Melov S., Schneider J. A., Day B. J., Hinerfeld D., Coskun P., Mirra S. S., Crapo J. D., Wallace D. C. A novel neurological phenotype in mice lackingmitochondrial manganese superoxide dismutase //Nat. Genet. 1998. V. 18. P. 159 163.
  481. Michiels C. Physiological and pathological responses to hypoxia // Am. J. Pathol. 2004. V.164. P. 1875−1882.
  482. Miksys S., Tyndale R. F. The unique regulation of brain cytochrome P450 2 (CYP2) family enzymes by drugs and genetics // Drug Metab. Rev. 2004. V. 36. N2. P. 313−333.
  483. Minelli A., Brecha N. C., Karschin C., DeBiasi S., Conti F. GAT-1, a high-affinity GABA plasma membrane transporter, is localized to neurons and astroglia in the cerebral cortex // J. Neurosci. 1995. V. 15. P. 7734−7746.
  484. Minich Т., Yokota S., Dringen R. Cytosolic and mitochondrial isoforms of NADP±dependent isocitrate dehydrogenases are expressed in cultured rat neurons, astrocytes, oligodendrocytes and microglial cells // J. Neurochem. 2003. V. 86. N3.P. 605−614.
  485. Mitchell G.A., Kassovska-Bratinova S., Boukaftane Y. Medical aspects of ketone body metabolism // Clin. Invest. Med. 1995. V. 18. N 3. P. 193−216.
  486. Miura Т., Muraoka S., Ogiso T. Inactivation of glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase by ferrylmyoglobin // Chem. Biol. Interact. 1997. V. 107. N 3. P. 173 183.
  487. Moche S.L., Sperber E.F., Velisek L. Critical issues of developmental seizure disorders // Physiol. Res. 1993. V. 42. N 3. P. 145−154.
  488. Monaghan D.T., Beaton J.A. Diversity and organization of excitatory amino acid receptors in the CNS // Excitatory amino acids and second messenger systems / Eds. Teichberg V.I. and Turski L. Berlin: Springer Verlag, 1992. V. 3. P. 1−15.
  489. Moncada S., Bolanos J.P. Nitric oxide, cell bioenergetics and neurodegeneration // J. Neurochem. 2006. V. 97. N 6. P. 1676−1689.
  490. Morrow J. D. Quantification of isoprostanes as indices of oxidant stress and the risk of atherosclerosis in humans // Arterioscler. Thromb. Vase. Biol. 2005. V. 25. P. 279−286.
  491. Mujsce D.J., Christensen M.A., Vannucci R.C. Regional cerebral blood flow and glucose utilization during hypoglycemia in newborn dogs // Am. J. Physiol. 1989. V. 256. N 6. P. 1659−1666.
  492. Nadler J.V., Evenson D.A., Cuthbertson GJ. Comparative toxicity of kainic acid and other acidic amino acids toward rat hippocampal neurons // Neuroscience. 1981. V. 6. N 12. P. 2505−2517.
  493. Nakaki Т., Nakayama M., Kato R. Inhibition by nitric oxide and nitric oxide-producing vasodilatators of DNA synthesis in vascular smooth muscle cells // Eur. J. Pharmacol. 1990. V. 189. N 2. P.347−353.
  494. Natelson S., Pincus J.B., Lugovay J.K. Microestimacion of citric acid. A new colometric reaction for pentabromacetone // J. Biol. Chem. 1948. V. 175. N 2. P. 743−753.
  495. Nehlig A., Pereira de Vasconcelos A. Glucose and ketone body utilization by the brain of neonatal rats // Prog. Neurobiol. 1993. V. 40. N 2. P. 163−221.
  496. Nehlig A. Cerebral energy metabolism, glucose transport and blood flow: changes with maturation and adaptation to hypoglycaemia //Diabetes Metab. 1997. V.23.N l.P. 18−29.
  497. Ni Y., Malarkey E.B., Parpura V. Vesicular release of glutamate mediates bidirectional signaling between astrocytes and neurons // J. Neurochem. 2007. V. 103. N4. P. 1273−1284.
  498. Nilsson В., Agardh C.D., Ingvar M., Siesjo B.K. Cerebrovascular response during and following severe insulin-induced hypoglycemia: CO2 sensitivity, autoregulation, and influence of prostaglandin synthesis inhibition // Acta Physiol.
  499. Scand. 1981. Vol.111. N 4. P. 455−463.
  500. Nissim I., Brosnan M., Yudkoff M., Nissim J., Brosnan J.T. Studies of hepatic glutamine metabolism in the perfused rat liver with 15N-labeled glutamine // J. Biol. Chem. 1999. V. 274. P. 28 958−28 965.
  501. Norberg K., Siesjo B.K. Oxidative metabolism of the cerebral cortex of the rat in severe insulin induced hypoglycemia // J. Neurochem. 1976. V. 26. N 2. P. 345−352.
  502. O^Brien R.M., Streeper R.S., Ayala J.E., Stadelmaier B.T., Hornbuckle L.A. Insulin-regulated gene expression // Biochem. Soc. Trans. 2001. V. 29. P. 552−558.
  503. Ochoa S. Malic dehydrogenase. In: Metods in Enzymology. London, Acad. Press. 1955. V.l. P. 735−736.
  504. Oldendorf W.H., Brown WJ. Greater number of capillary endothelial cell mitochondria in brain than in muscle // Proc. Soc. Exp. Biol. Med. 1975. V. l49. P. 736−738.
  505. Ottersen O.P. Exitatory amino acid neurotransmitters: anatomical systems // Exitatory amino acid antaggonists / Ed. Meldrum B.S. Oxford: Blackwell Scientific, 1991. P. 14−38.
  506. Ouwerkerk Ouwerkerk R., Damen P., de Haan K., Staal G.E., Rijksen G. Hexose monophosphate shunt activity in erythrocytes related to cell age // Eur. J. Haematol. 1989. V. 43. N5. P. 441−447.
  507. Ovalle F., Fanelli C.G., Paramore D.S., Craft S., Cryer P.E. Brief twice weekly episodes of hypoglycemia reduce detection of clinical hypoglycemia intype 1 diabetes mellitus // Diabetes. 1998. V. 47. N. P. 1472−1479.
  508. Owen О. E., Morgan A. P., Kemp H. G., Sullivan J. M., Herrera M. G., Cahill G. F. Jr. Brain metabolism during fasting // J. Clin. Invest. 1967. V. 46. N 10. P. 1589−1595.
  509. Palaiologos G., Hertz L., Schousboe A. Evidence that aspartate aminotransferase activity and ketodicarboxylate carrier function are essential for biosynthesis of transmitter glutamate // J. Neurochem. 1988. V. 51. N 1. P. 317 320.
  510. Pan J. W., Telang F. W., Lee J. H., de Graaf R. A., Rothman D. L., Stein D. Т., Hetherington H. P. Measurement of beta-hydroxybutyrate in acute hyperketonemia in human brain // J. Neurochem. 2001. V. 79. N 3. P. 539−544.
  511. Pan J. W., de Graaf R. A., Rothman D. L., Hetherington H. P. 13C-2,4.-b-hydroxybutyrate metabolism in human brain // J. Neurochem. 2002. V. 81. Suppl. P. 45.
  512. Papagapiou M.P., Auer R.N. Regional neuroprotective effects of the NMDA receptor antagonist MK801 (dizocilpine) in hypoglycemic brain damage. // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1990. V.10. N 2. P. 270−276.
  513. Pappenheimer J.R. On the location of the blood-brain barrier. In: Proceedings of a Symposium on the Blood-Brain Barrier, sponsored by the Wates Foundation Truex Press. Oxford. 1970. P. 66−84.
  514. Pappenheimer J.R., Setchell B.P. Cerebral glucose transport and oxygen consumption in sheep and rabbits // J. Physiol. (Lond). 1973. V.233. N 3. P. 529 551.
  515. Pardridge W.M., Oldendorf W.H. Kinetics of blood-brain barrier transport of hexoses //Biochem. Biophys. Acta. 1975. V. 382. P. 377−392.
  516. Pardridge W.M., Oldendorf W.H. Transport of metabolic substrates through the blood-brain barrier // J.Neurochem. 1977. V. 28. N 1. P. 5−12.
  517. Pardridge W.M. Brain metabolism: a perspective from the blood-brain barrier //Physiol. Rev. 1983. V. 63. P. 1481−1535.
  518. Pardridge W.M., Boado R.J., Farrell C.R. Brain-type glucose transporter (GLUT-1) is selectively localized to the blood-brain barrier. Studies with quantitative western blotting and in situ hybridization I I J. Biol. Chem. 1990. V. 265. P. 18 035−18 040.
  519. Pardridge W.M., Triguero D., Farrell C.R. Downregulation of blood-brain barrier glucose transporter in experimental diabetes // Diabetes. 1990. V. 39. N 9. P. 1040−1044.
  520. Pardridge W.M., Boado RJ. Molecular cloning and gene expression of blood-brain barrier glucose transporter. In: The Blood-Brain Barrier: Cellular and Molecular Biology. (Pardridge W.M. ed). New York: Raven Press. 1993. P. 395 440.
  521. Park C.K., Nehls D.G., Graham D.I. Focal cerebral ischemia in the cat: treatment with the glutamate antagonist MK-801 after induction of ischemia// J.Cereb.Blood Flow Metab. 1988. V. 8. N 4. P. 757−762.
  522. Paschen W., Bengtsson F., Rohn G., Bonnekoh P., Siesjo В., Hossmann K.A. Cerebral polyamine metabolism in reversible hypoglycemia of rat: relationship to energy metabolites and calcium. //J. Neurochem. 1991. V. 57. N 1. P. 204−215.
  523. Pascual J. M., Carceller F., Roda J. M., Cerdan S. Glutamate, glutamine and GABA as substrates for the neuronal and glial compartments after focal cerebral ischemia in rats // Stroke. 1998. V. 29. P. 1048−1057.
  524. Patel M. S. The effect of ketone bodies on pyruvate carboxylation by rat brain mitochondria // J. Neurochem. 1974. V.23. N. P. 865−867.
  525. Patel A., Rothman D. L., Wang В., Behar K. L. Glutamine is a significant precursor for GABA synthesis in the rat cortex following acute GABA-transaminase inhibition. In: Abst. Am. Soc. Neurochem., 31st Ann. Meeting, March 25−29, Chicago, IL. 2000.
  526. Patenaude A., Murthy M. R., Mirault M. E. Emerging roles of thioredoxin cycle enzymes in the central nervous system // Cell. Mol. Life Sci. 2005. V. 62. N 10. P. 1063−1080.
  527. Paul T. Effect of a prolonged superoxide flux on transferrin and ferritin//
  528. Arch. Biochem. Biophys. 2000. V. 382. N 2. P. 253−261.
  529. Pellerin L., Magistretti P. J. Glutamate uptake into astrocytes stimulates aerobic glycolysis: a mechanism coupling neuronal activity to glucose utilization // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. N 22. P. 10 625−10 629.
  530. Pellerin L., Magistretti P.J. Glutamate uptake into astrocytes stimulates aerobic glycolysis: a mechanism coupling neuronal activity to glucose utilization // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 10 625−10 629.
  531. Pellerin L., Pellegri G., Bittar P. G., Charnay Y., Bouras C., Martin J. L., Stella N., Magistretti P. J. Evidence supporting the existence of an activity-dependent astrocyte-neuron lactate shuttle // Dev. Neurosci. 1998. V. 20. P. 291 299.
  532. Pelligrrino D., Almquist L.O., Siesjo B.K. Effects of insulin-induced hypoglycemia on intracellular pH and impedance in the cerebral cortex of the rat //BrainRes. 1981.V. 221. N1. P. 129−147.
  533. Pelligrino D., Siosjo B.K. Regulation of extra and intracellular pH in the brain in severe hypoglycemia // J. Cereb. Blood Flov Metabol. 1981. V.l. N 1. P. 85−96.
  534. Pelligrino D.A., Miletich D.J., Seals C.D. Effect of insulin on cerebral glucose metabolism in the awake goat // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1983. V. 3. N 1. P. 470−471.
  535. Phillis J. W., O’Regan M. H. A potentially critical role of phospholipases in central nervous system ischemic, traumatic, and neurodegenerative disorders // Brain Res. Brain Res. Rev. 2004. V. 44. N 1. P. 13−47.
  536. Plaitakis A., Shashidharan P. Glutamate transport and metabolism in dopaminergic neurons of substantia nigra: implications for the pathogenesis of Parkinson’s disease // J. Neurol. 2000. V. 247. P. II25-II35.
  537. Plaute G.W.H., Aogaichi Т. Purification and some properties of DPN-ICDH of mammalian liver // J. Biol. Chem. 1968. V. 243. N 10. P. 5573−5582.
  538. Plum L., Belgardh B.F., Bruning J.C. Central insulin action in energy and glucose homeostasis // J. Clin. Invest. 2006. V. 116. P. 1761−1766.
  539. Porras О. H., Loaiza A., Barros L. F. Glutamate mediates acute glucose transport inhibition in hippocampal neurons // J. Neurosci. 2004. V. 24. P. 96 699 673.
  540. Porte D. Jr., Baskin D.G., Schwartz M.W. Insulin signaling in the central nervous system. A critical role in metabolic homeostasis and disease from C. elegans to humans // Diabetes. 2005. V. 54. N 5. P. 1264−1276.
  541. Purich D.L., Fromm H.J. The kinetics and regulation of rat brain hexokinase // J. Biol. Chem. 1971. V. 246. P. 3456−3463.
  542. Rahman В., Kussmaul L., Hamprecht В., Dringen R. Glycogen is mobilized during the disposal of peroxides by cultured astroglial cells from rat brain // Neurosci. Lett. 2000. V. 290. N 3. P.169−172.
  543. Raju В., Cryer P.E. Loss of the decrement in intraislet insulin plausibly explains loss of the glucagon response to hypoglycemia in insulin deficient diabetes // Diabetes. 2005. V. 54. N 3. P. 757−764.
  544. Rao V. L., Murthy C. R. Transport and metabolism of glutamate by rat cerebellar mitochondria during ammonia toxicity // Mol. Chem. Neuropathol. 1993. V. 19. P. 297−312.
  545. C., Hoffer L. J., Beil C., Marliss E. В., Evans A. C., Lariviere F., Marrett S., Meyer E., Diksic M., Gjedde A. Generalized decrease in brain glucose metabolism during fasting in humans studied by PET // Am. J. Physiol. 1989. V.256.P.805−810.
  546. Reeds L.J., Pettit F.H., Yeaman D.J., Reague W.M. Structure, function and regulation of the mammalian pyruvate dehydrogenase complex // Trands in Enzymology / P. Mildner, B. Rees eds. Oxford, Pergamon Press. 1980. V. 1. P. 4756.
  547. Resir M., Lenz E., Bernstein H.G., Dorn A. Insulin-laik immunoreactivity in human cerebrospinal fluid in independet of insulin blood levels // Hum. Neurobiol. 1985. V. 4. N 1. P. 53−55.
  548. Rhee S. G., Chae H. Z., Kim K. Peroxiredoxins: a historical overview and speculative preview of novel mechanisms and emerging concepts in cell signaling // Free Radic. Biol. Med. 2005. V. 38. N 12. P. 1543−1552.
  549. Ribak С. E., Tong W. M., Brecha N. C. GABA plasma membrane transporters, GAT-1 and GAT-3, display different distributions in the rat hippocampus //J. Сотр. Neurol. 1996. V. 367. P. 595−606.
  550. Richards K.S., Bommert K., Szabo G., Miles R. Differential expression of Na+/K±ATPase a-subunits in mouse hippocampal interneurones and pyramidal cells // J. Physiol. 2007. V. 585. N 2. P. 491−505.
  551. Roberts E., Hammerschlag R. Amino acid transmitters // Basic Neurochemistry/ Eds. Albers R.W., Siegel G.J., Katzman R., Agranoff B.W. Boston: Brown and Co. 1972. P. 131−168.
  552. Robinson R.T., Harris N.D., Ireland R.H., Lee S., Newman C., Heller S.R. Mechanisms of abnormal cardiac repolarization during insulin-induced hypoglycemia //Diabetes. 2003. V. 52. P. 1469 1474.
  553. Roncero I., Alvarez E., Chowen I.A., Sanz C., Rabano A., Vazquez P., Blazquez E. Expression of glucose transporter isoform GLUT-2 and glucokinase genes in human brain // J. Neurochem. 2004. V. 88. N 7. P. 1203−1210.
  554. Ros J., Pecinska N., Alessandri В., Landolt H., Fillenz M. Lactate reducesglutamate-induced neurotoxicity in rat cortex // J. Neurosci. Res. 2001. V. 66. N 5. P. 790−794.
  555. Rose C. Effect of ammonia on astrocytic glutamate uptake/release mechanisms //J. Neurochem. 2006. V. 7. N 1. P. 11−15.
  556. Rose C., Kresse W., Kettenmann H. Acute insult of ammonia leads to calcium-dependent glutamate release from cultured astrocytes, an effect of pH // J. Biol. Chem. 2005. V. 280. N 22. P. 20 937−20 944.
  557. Rothstein J. D., Martin L., Levey A. I., Dykes-Hoberg M., Jin L., Wu D., Nash N., Kuncl R. W. Localization of neuronal and glial transporters // Neuron. 1994. V. 13. P. 713−725.
  558. Routh V.H. Glucosensing neurons in the ventromedial hypothalamic nucleus (VMN) and hypoglycemia-associated autonomic failure (HAAF) // Diabetes. Metab. Res. Rev. 2003. V. 19. N 5. P. 348−356.
  559. Ruth V.J., Park T.S., Gonzales E.R., Gidday J.M. Adenosine and cerebrovascular hyperemia during insulin-induced hypoglycemia in newborn piglet // Am. J. Physiol. 1993. V. 265. N 5. P. 1762−1768.
  560. Ryan L. D., Roskoski R., Jr. Net uptake of gamma-aminobutyric acid by ahigh affinity synaptosomal transport system // J. Pharmacol. Exp. Ther. 1977. V. 200. P. 285−291.
  561. Saad S.F. Further observations on the role of y-aminobutyric acid in insulin-induced hypoglycaemic convulsions // Europ. J. Pharmacol. 1972. V. 17. N 1. P. 152−156.
  562. Sablin S.O., Ramsay R.R. Monoamine oxidase contains a redox-active disulfide // J. Biol. Chem. 1998.V. 273. N 23. P. 14 074 14 076.
  563. Salganicoff L., Koeppe R.E. Subcellular distribution of piruvate carboxylase, diphosphopyridine nucleotide and tpiphosphopyridine nucleotide isocitrate dehydrogenase and malate ensyme in rat brain // J. Biol. Chem. 1968. V. 243. N 12.3416−3420.
  564. Salomon R. G. Distinguishing levuglandins produced through the cyclooxygenase and isoprostane pathways // Chem. Phys. Lipids. 2005. V. 134. N l.P. 1−20.
  565. Sanchez-Carbente M. R., Castro-Obregon S., Covarrubias L., Narvaez V. Motoneuronal death during spinal cord development is mediated by oxidative stress // Cell Death Differ. 2005. V. 12. P. 279−291.
  566. Sandberg M., Nystrom В., Hamberger A. Metabolically derived aspartate. Elevated extracellular levels in vivo in iodoacetate poisoning // J. Neurosci Res. 1985. V. 13. N3. P. 489−495.
  567. Sandberg M., Butcher S.P., Hagberg H. Extracellular overflow of neuroactive amino acids during severe insulin-induced hypoglycemia: in vivo dialysis of the rat hippocampus // J. Neurochem. 1986. V. 47. N 1. P. 178−184.
  568. Sanders N.M., Ritter S. Repeated 2-deoxy-D-glucose-induced glucoprivation attenuates Fos expression and glucoregulatory responses during subsequent glucoprivation //Diabetes. 2000. V. 49. N 11. P. 1865−1874.
  569. Sapolsky R.M. Cellular defenses against excitotoxic insults // J. Neurochem. 2001. V. 76. N 6. P. 1601−1611.
  570. K., Kashiwaya Y., Keon C. A., Tsuchiya N., King M. Т., Radda G. K., Chance В., Clarke K., Veech R. L. Insulin, ketone bodies, and mitochondrial energy transduction // Faseb J. 1995. V. 9. N 8. P. 651−658.
  571. Schenclc J. F., Zimmerman E. A. High-field magnetic resonance imaging of brain iron: birth of a biomarker? //NMR Biomed. 2004. V. 17. N 7. P. 433−445. Schousboe A., Westergaard N., Sonnewald U., Petersen S. В., Huang R., Peng L.,
  572. Hertz L. Glutamate and glutamine metabolism and compartmentation in astrocytes // Dev. Neurosci. 1993. V. 15. P. 359−366.
  573. Schousboe A., Waagepetersen H. S. Role of astrocytes in glutamate homeostasis: implications for excitotoxicity // Neurotox. Res. 2005. V. 8. P. 221 225.
  574. Schulz J.B., Henshaw D.R., Siwek D. Involvement of free radicals in excitotoxicity in vivo II J.Neurochem. 1995. V. 64. N 5. P. 2239−2247.
  575. Schulingkamp R. J., Pagano Т. C., Hung D., Raffa R. B. Insulin receptors and insulin action in the brain: review and clinical implications // Neurosci. Biobehav. Rev. 2000. V. 24. N 8. P. 855−872.
  576. Schulz J.B., Matthews R.T., Jenkins B.G. Blockade of neuronal nitric oxide synthase protects against excitotoxicity in vivo //J. Neurosci. 1995. V. 15. N 12. P. 8419−8423.
  577. Schultz V., Lowenstein J. M. Purine nucleotide cycle. Evidence for the occurrence of the cycle in brain // J. Biol. Chem. 1976. V. 251. N 2. 485−492.
  578. Schwarcz R., Whetsell W.O.Jr., Mangano R.M. Quinolinic acid: An endogenous metabolite that produces axon-sparing lesions in rat brain // Science. 1983. V. 219. P. 316−318.
  579. Press Ltd. 1983. V. 39. P. 122−137.
  580. Schwechter E. M., Veliskova J., Velisek L. Correlation between extracellular glucose and seizure susceptibility in adult rats // Ann. Neurol. 2003. V. 53. N 1. P. 91−101.
  581. Scuri R., Mozzachiodi R., Brunelli M. Role for calcium signaling and arachidonic acid metabolites in the activity-dependent increase of AHP amplitude in leech T sensory neurons // J. Neurophysiol. 2005. V. 94. P. 1066−1073.
  582. Segel S.A., Paramore D.S., Cryer P.E. Hypoglycemia-associated autonomic failure in advanced type 2 diabetes // Diabetes. 2002. V. 51. N 3. P. 724−733.
  583. Sepkuty J. P., Behar K. L., Rothstein J. D. Molecular knockdown of the glutamate transporter EAAC1 reduces new GAB A synthesis in rat hippocampus // Soc. Neurosci. Abstr New Orleans, LA. 2000.
  584. Shank R. P., Bennett G. S., Freytag S. O., Campbell G. L. Pyruvate carboxylase: an astrocyte-specific enzyme implicated in the replenishment of amino acid neurotransmitter pools // Brain Res. 1985. V. 329. N 2. P. 364−367.
  585. M.J., Nielsen E.O., Hansen A.J. 2,3,-Dihydroxy-6-nitro-7-sulfamoyl-benzo(F)-quinoxaline: a neuroprotectant for cerebral ischemia // Science. 1990. V. 247. P. 571−574.
  586. Sheng M., Kim M. J. Postsynaptic signaling and plasticity mechanisms // Science. 2002. V. 298. P. 776−780.
  587. Sherwin R.S. Bringing light to the dark side of insulin. A journey across the blood-brain barrier // Diabetes. 2008. V. 57. P. 2259−2268.
  588. Sheu K.F.R., Blass J.P. The alpha-ketoglutarate dehydrogenase complex // Ann. N. Y. Acad. Sci. 1999. V. 893. N 1. P. 61−78.
  589. Shih J. C., Chen K., Ridd M. J. Monoamine oxidase: from genes to behavior // Annu. Rev. Neurosci. 1999. V. 22. P. 197−217.
  590. Shulman R. G., Rothman D. L. Interpreting functional imaging studies in terms of neurotransmitter cycling // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998. V. 95. N 20. P. 11 993 -11 998.
  591. Sibson N. R., Dhankhar A., Mason G. F., Behar K. L., Rothman D. L., jo ,
  592. Shulman R. G. In vivo С NMR measurements of cerebral glutamine synthesis as evidence for glutamate-glutamine cycling // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1997. V. 94. N6. P. 2699−2704.
  593. Sibson N. R., Dhankhar A., Mason G. F., Rothman D. L., Behar K. L., Shulman R. G. Stoichiometric coupling of brain glucose metabolism and glutamatergic neuronal activity // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1998a. V. 95. N 1. P. 316−321.
  594. Sibson N. R., Shen J., Mason G. F., Rothman D. L., Behar K. L., Shulman R.14
  595. G. Functional energy metabolism: in vivo C-NMR spectroscopy evidence for coupling of cerebral glucose consumption and glutamatergic neuronal activity // Dev. Neurosci. 1998b. V. 20. P. 321−330.
  596. Sibson N. R., Mason G. F., Shen J., Cline G. W., Herskovits A. Z., Wall
  597. J.E.M., Behar K. L., Rothman D. L., Shulman R. G. In vivo 13C NMRmeasurement of neurotransmitter glutamate cycling, anaplerosis, and TCA cycle1flux in rat brain during 2- C. glucose infusion in rat brain // J. Neurochem. 2001. V.76. N 4. P. 975−989.
  598. Sidenius P., Jakobsen J. Anterograde fast component of axonal transport during insulin-induced hypoglycemia in nondiabetic and diabetic rats // Diabetes. 1997. V. 36.1ss. 7.P. 853−858.
  599. Sieber F.E., Derrer S.A., Eleff S.M. Hypocapnic-hypoglycemic interactions on cerebral high-energy phosphates and pH in dogs //Am. J. Physiol. 1992. V. 263. N6. P. 1864−1871.
  600. Sieber F.E., Wilson D.A., Hanley D.F., Traystman R.J. Extracellular potassium activity and cerebral blood flow during moderate hypoglycemia in anesthetized dogs // Am. J. Physiol. 1993. V. 264. N 6. P. 1774−1780.
  601. Siesjo B.K. Brain energy metabolism. New-York, Chochesrer, John Wiley and Sons. 1978. 630 p.
  602. Siesjo B.K. Cell demage in the brain: A speculative synthesis // J. Cereb. Blood Flow Metabol. 1981. V. 1. N 1. P. 155−185.
  603. Siesjo B.K., Agardh C.D. Hypoglycemia // Handb. Neurochem. 1983. V. 3. P. 353 379.
  604. Siesjo В. K. Hypoglycemia, brain metabolism, and brain damage // Diabetes Metab. Rev. 1988. V. 4. P. 113−144.
  605. Siesjo B.K., Memezawa H., Smith M.L. Neurocytotoxicity: pharmacological implications // Fundam. Clin. Pharmacol. 1991. V. 5. N 9. P. 755−767.
  606. Siesjo B.K., Katsura K. Ischemic brain damage: focus on lipids and lipid mediators//Adv. Exp. Med. Biol. 1992. V.318. P.41−56.
  607. Simpson I.A., Appel N.M., Hotari M., et al. Blood-brain barrier glucose transporter: effects of hypo- and hyperglycemia revisited // J. Neurochem. 1999. V. 72. N2. P. 238−247.
  608. Smith D., Pernet A., Reid H., Bingham E., Rosenthal J.M., Macdonald I., Umpleby A.M., Amiel S.A. The role of hepatic portal glucose sensing in modulating responses to hypoglycaemia in man // Diabetologia. 2002. V. 45. N 8. P. 1416−1424.
  609. Smith W. L. Cyclooxygenases, peroxide tone and the allure of fish oil // Curr. Opin. Cell Biol. 2005. V.17. N 2. P. 174−182.
  610. Socoloff L. Relation between physiological function and energy metabolism in the central nervous systems / J. Neurochem. 1977. V. 28. N 5. P. 13−26.
  611. Socoloff L. Circulation and energy metabolism of the brain // Basis Neurochem. / G.J. Siegel, R.W. Alberts, B.W. Agranoff e.a. eds. Boston, Little, Brown. 1979. P. 471−495.
  612. Sokoloff L. Sites and mechanisms of function-related changes in energy metabolism in the nervous system // Dev. Neurosci. 1993. V. 15. P. 194−206.
  613. Sokoloff L., Takahashi S., Gotoh J., Driscoll B. F., Law M. J. Contribution of astroglia to functionally activated energy metabolism // Dev. Neurosci. 1996. V. 18. P. 343−352.
  614. Sonnewald U., Westergaard N., Schousboe A., Svendsen J. S., Unsgard G.1 <7
  615. Petersen S. B. Direct demonstration by C. NMR spectroscopy that glutamine from astrocytes is a precursor for GABA synthesis in neurons // Neurochem. Int. 1993. V. 22. P. 19−29.
  616. Soong N. W., Hinton D. R., Cortopassi G., Arnheim N. Mosaicism for a specific somatic mitochondrial DNA mutation in adult human brain // Nat. Genet. 1992. V. 2. N4. P. 318−323.
  617. J. — Соттоказа Дж. Выделение митохондрий и митохондриальных мембран // В кн.: Биохимическое исследование мембран / Под ред. 3. Медда. 1979. М. Мир. С. 54−74.
  618. Soundarapandian М.М., Zhong X., Peng L., Wu D., Lu Y. Role of КЛ1Р channels in protection against neuronal excitatory insults // J. Neurochem. 2007. V. 103. N5. P. 1721−1729.
  619. Spenser A.F., Lowenstein J.M. Citrate content of liver and kidney of rat various metabolic states and in fluoroacetate poisoning // Biochem. J. 1967. V. 103. N2. P. 342−348.
  620. Staehr P., Hother-Nielsen O., Landau B.R., Chandramouli V., Hoist J.J., Beck-Nielsen H. Effects of free fatty acids per se on glucose production, gluconeogenesis, and glycogenolysis // Diabetes. 2003. V. 52. N 2. P. 260−267.
  621. Starkov A.A., Fiskum G., Chinopoulos C., Lorenzo B.J., Susan E. Browne S.E., Patel M. S., Beal M. F. Mitochondrial a- ketoglutarate dehydrogenasecomplex generates reactive oxygen species // J. Neurosci. 2004. V. 24. N 36. P. 7779−7788.
  622. Suarez I., Bodega G., Fernandez B. Glutamine synthetase in brain: effect of ammonia // Neurochem. Int. 2002. V. 41. N 2−3. P.123−142.
  623. Suh S.W., Fan Y., Hong S.M., Liu Z., Matsumori Y., Weinstein P.R., Swanson R.A., Liu J. Hypoglycemia induces transient neurogenesis and subsequent progenitor cell loss in the rat hippocampus // Diabetes. 2005. V. 54. P. 500−509.
  624. Suh S.W., Gum E.T., Hamby A.M., Chan P.H. Swanson R.A. Hypoglycemic neuronal death is triggered by glucose reperfusion and activation of neuronal NADPH oxidase // J. Clin. Invest. 2007.V. 117. P. 910−918.
  625. Sun G. Y., Horrocks L.A., Farooqui A.A. The roles of NADPH oxidase and phospholipases A2 in oxidative and inflammatory responses in neurodegenerative diseases // J. Neurochem. 2007. V. 103. N. 1. P. 1−16.
  626. Swain J. A., Darley-Usmar V., Gutteridge J. M. Peroxynitrite releases copper from caeruloplasmin: implications for atherosclerosis // FEBS Lett. 1994. V. 342. Nl.P. 49−52.
  627. Swanson R.A., Choi D.W. Glial glycogen stores affect neuronal survival during glucose deprivation in vitro II J. Cereb. Blood Flow Metab. 1993. V.13. N l.P. 162−169.
  628. Sweeney G., Klip A. Regulation of the Na+/K±ATPase by insulin: why and how? // Mol. Cell. Biochem. 1998. V. 182. P. 121−133.
  629. Szerb J. C., O’Regan P. A. Effect of glutamine on glutamate release from hippocampal slices induced by high K+ or by electrical stimulation: interaction with different Ca2+ concentrations // J. Neurochem. 1985. V. 44. N 6. P. 17 241 731.
  630. Tabernero A., Medina J.M., Giaume C. Glucose metabolism and proliferation in glia: role of astrocytic gap junctions // J. Neurochem. 2006. V. 99. N4. P. 1049−1061.
  631. Taegtmeyer H., McNulty P., Young M. E. Adaptation and maladaptation ofthe heart in diabetes: Part I//Circulation. 2002. V. 105. N 14. P. 1727- 1733.
  632. Tallroth G., Ryding E., Agardh C.D. The influence of hypoglycaemia on regional cerebral blood flow and cerebral volume in type 1 (insulin-dependent) diabetes mellitus // Diabetologia. 1993. V. 36. N 6. P. 530−535.
  633. Tarr M., Brada D., Samson F.E. Cerebral high-energty phosphates during insulin hypoglycemia // Amer. J. Physiol. 1962. V. 203. N 4. P. 690−692.
  634. Telushkin P.K., Nozdrachev A.D. Metabolism alteration in the rat brain during repeated hypoglycemic doses of insulin exposure // J. Neurochem. 1998. V. 71. (Suppl.). S80D.
  635. Terry R. D., DeTeresa R., Hansen L. A. Neocortical cell counts in normal human adult aging // Ann. Neurol. 1987. V. 21. N 6. 530−539.
  636. Teves D., Videen Т.О., Cryer P.E., Powers W.J. Activation of human medial prefrontal cortex during autonomic responses to hypoglycemia // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2004. V. 101. N. 16. P. 6217−6221.
  637. Tewes B.J., Galla H.-J. Lipid polarity in brain capillary endothelial cells // Endothelium. 2001. V.8. P. 207−220.
  638. Tews J.K., Carter S.H., Stone W.E. Chemical changes in the brain during insulin hypohlycemia and recovery // J. Neurochem. 1965. V. 12. N 8. P. 679−683.
  639. Therien A.G., Blostein R. Mechanisms of sodium pump regulation // Am. J. Physiol. Cell Physiol. 2000. V. 279. P. 541−566.
  640. Thomas M., Sherwin R.S., Murphy J., Kerr D. Importance of cerebral bloodflow to the recognition of and physiological responses to hypoglycemia // Diabetes. 1997. V. 46. N 5. P. 829−833.
  641. Tian G.-F., Baker A.J. Protective effect of high glucose against ischemia-induced synaptic transmission damage in rat hippocampal slices // J. Neurophysiol. 2002. V. 88. N 1. P. 236−248.
  642. J. Т., Roeder L. M. Transport of 3-hydroxy3−14C.butyrate by dissociated cells from rat brain // Am. J. Physiol. 1988. V. 255. P. 133−139.
  643. Timothy G.R. Obesity. Fat cells // Endocrinol. Metab. Clin. 1996. V. 25. N 4. P. 847- 867.
  644. Tkacs N.C., Pan Y., Raghupathi R., Dunn-Meynell A.A., Levin B.E. Cortical Fluoro-Jade staining and blunted adrenomedullary response to hypoglycemia after noncoma hypoglycemia in rats // J. Cerebr. Blood Flow Metab. 2005. V. 25. P. 1645−1655.
  645. Tombaugh G.C., Sapolsky R.M. Evolving concepts about role of acidosis in ischemic neuropathology // J. Neurochem. 1993. V. 61. N 3. P. 793−803.
  646. Towler D.A., Havlin C.E., Craft S., Cryer P.E. Mechanism of awareness of hypoglycemia: perception of neurogenic (predominantly cholinergic) rather than neuroglycopenic symptoms //Diabetes. 1993. V. 42. N 12. P. 1791−1798.
  647. Tretter L., Vera Adam-Vizi. Alpha-ketoglutarate dehydrogenase: a target and generator of oxidative stress // Philosophical Transactions of The Royal Society В Biological Sciences. 2005. V. 360. P. 1464−1467.
  648. Trovati M., Anfossi G., Cavalot F., Vitali S., Massucco P., Mularoni E., Schinco P., Tamponi G., Emanuelli G. Studies on mechanisms involved in hypoglycemia-induced platelet activation // Diabetes, 1986. V. 35. Iss. 7. P. 818 825.
  649. Tsacopoulos M., Magistretti P. J. Metabolic coupling between glia and neurons //J. Neurosci. 1996. V. 16. P. 877−885.
  650. Tsacopoulos M., Carol L., Poitry-Yamate C.L., Poitry S. Ammonium and glutamate released by neurons are signals regulating the nutritive function of a glial cell // J. Neurosci. 1997. V. 17. N 7. P. 2383−2390.
  651. Turrens J. F. Mitochondrial formation of reactive oxygen species // J. Physiol. 2003. V. 552. N 2. P. 335−344.
  652. Ulovec Z., Narancsik P., Gamulin S. Effects of hypoglycemia on rat brain polyribosome sedimentation pattern // J. Neurochem. 1985. V. 45. N 2. P. 352 354.
  653. Unger J. W., Livingston J. N., Moss A. M. Insulin receptors in the central nervous system: localization, signalling mechanisms and functional aspects // Prog. Neurobiol. 1991. V. 36. N 5. P. 343−362.
  654. Van den Berg C. J. A model of compartmentation in mouse brain based on glucose and acetate metabolism. In: Metabolic Compartmentation in the Brain (Balazs R. Cremer J.E. eds.) John Wiley and Sons New York, NY. 1972. P. 137 166.
  655. Van Meer G., Gumbiner В., Simons K. The tight junction does not allow lipid molecules to diffuse from one epithelial cell to the next // Nature. 1986. V. 322. P. 639−41.
  656. Van Meer G., Simons K. The function of tight junctions in maintaining differences in lipid composition between the apical and the basolateral cell surface domains of MDCK cells // EMBO J. 1986. V. 5. P. 1455−1464.
  657. Vannucci S.J., Haekins R. Substrates of energy metabolism of the pituitary and pineal glands // J. Neurochem. 1983. V. 41. N 6. P. 1718−1725.
  658. Vannucci R.C., Brucklacher R.M. Cerebral mitochondrial redox states during metabolic stress in the immature rat//Brain Res. 1994. V. 653. N1−2. P.141−147.
  659. Van Remmen H., Ikeno Y., Hamilton M. Life-long reduction in MnSOD activity results in increased DNA damage and higher incidence of cancer but does not accelerate aging // Physiol. Genomics. 2003. V. 16. P. 29−37.
  660. Varoqui H., Zhu H., Yao D., Ming H., Erickson J. D. Cloning and functional identification of a neuronal glutamine transporter // J. Biol. Chem. 2000. V. 275. N 6. P. 4049−4054.
  661. Veech R. L., Chance В., Kashiwaya Y., Lardy H. A., Cahill G. F. Jr. Ketone bodies, potential therapeutic uses // IUBMB Life. 2001. V. 51. N 4. P. 241−247.
  662. Veneman Т., Mitrakou A., Mokan M., Cryer P., Gerich J. Induction of hypoglycemia unawareness by asymptomatic nocturnal hypoglycemia // Diabetes. 1993. V. 42. N9. P. 1233−1237.
  663. Vogel R., Wiesinger H., Hamprecht В., Dringen R. The regeneration of reduced glutathione in rat forebrain mitochondria identifies metabolic pathways providing the NADPH required // Neurosci. Lett. 1999. V. 275. N 1. P. 97−100.
  664. Vorbrodt A.W. Ultrastructural cytochemistry of blood-brain barrier endothelial Prog. Histochem. Cytochem. 1988. V. 18. P. 1−99.
  665. Vrba R. Glucose metabolism in rat brain in vivo // Nature (London). 1962. V. 195. P. 663−665.
  666. Vrba R., Gaitonde M.K., Richter D. The conversion of glucose carbon into pritein in the brain and other organs of the rat // J. Neurochem. 1962. V. 9. P. 465 475.
  667. Vrba R., Bachelard H. S., Krawezynski J. Interrelationship between glucose utilisation of brain and heart // Nature (London). 1963. V. 197. N 2. P. 869−870.
  668. Waagepetersen H. S., Bakken I. J., Larsson О. M., Sonnewald U., Schousboe1. о
  669. A. Metabolism of lactate in cultured GABAergic neurons studied by С nuclearmagnetic resonance spectroscopy // J. Cereb. Blood Flow Metab. 1998. V. 18. P. 109−117.
  670. Waagepetersen H. S., Sonnewald U., Larsson О. M., Schousboe A. A possible role of alanine for ammonia transfer between astrocytes and glutamatergic neurons J. Neurochem. 2000. V. 75. N 2. P. 471−479.
  671. Wan S., Browning K.N. D-Glucose modulates synaptic transmission from the central terminals of vagal afferent fibers // Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 2008. V. 294. P. 757−763.
  672. Wang Y.C., Huang R.C. Effects of sodium pump activity on spontaneous firing in neurons of the rat suprachiasmatic nucleus // J. Neurophysiol. 2006. V. 96. P. 109−118.
  673. Wanienski R. A., Martin D. L. Exogenous glutamate is metabolized to glutamine and exported by rat primary astrocyte cultures // J. Neurochem. 1986. V. 47. N1. P. 304−313.
  674. Ward H. K., Thanki С. M., Bradford H. F. Glutamine and glucose as precursors of transmitter amino acids: ex vivo studies // J. Neurochem. 1983. V. 40. N3. P. 855−860.
  675. WardD.S., Voter W.A., Karan S. The effects of hypo- and hyperglycaemia on the hypoxic ventilatory response in humans // J. Physiol. 2007. V. 582. N 2. P. 859−869.
  676. Watanabe Т., Goto H., Osava H. Specific development of isocitric dehydrogenase in rat brain // Biochem. Biophys. Acta. 1974. V. 358. N 2. P. 240 246.
  677. Watford M. Hepatic glutaminase expression: relationship to kidney-type glutaminase and to the urea cycle // FASEB J. 1993. V. 7. P. 1468−1474.
  678. Westergaard N., Sonnewald U., Schousboe A. Metabolic trafficking between neurons and astrocytes: the glutamate/glutamine cycle revisited // Dev. Neurosci. 1995 V. 17. P. 203−211.
  679. Wiesinger H. Glia-specific enzyme systems. In: Neuroglia. (Kettenmann H. Ransom B. R. eds.). Oxford University Press New York, NY. 1995. P. 488−499.
  680. Wieloch Т., Harris R.J., Symon L., Siesjo B.K. Influence severe hypoglycemia on brain extracellular calcium and potassium activities, energy and phospholipid metabolism // J. Neurochem. 1984. V. 43. N 1. P. 160−168.
  681. Wieloch T. Hypoglycemia-induced neuronal damage prevented by an N-methy 1-D-aspartate antagonist// Science. 1985. V.230. P. 681−683.
  682. Wieloch Т., Engelsen В., Westerberg E., Auer R. Lesions of the glutamatergic cortico-striatal projections ameliorate hypoglycemic brain damage in the striatum // Neurosci Lett. 1985. V. 58. N 1. P. 25−30.
  683. Wieloch T. Endogenous excitotoxins as possible mediators of ischemic and hypoglycemic brain damage // Adv. Exp. Med. Biol. 1986. V. 203. P. 127−138.
  684. B.L., Wilson K.B. Вильяме B.JI., Вилсон К. Б. Методы практической биохимии. М.: Мир. 1978. С. 38−58.
  685. Willoughby J., Craig F.E., Harvey S.A.K., Clark J.B. 2-oxoglutarate: oxidation and role as a potential precursor of cytosolic acetyl-CoA for the synthesis of acetylcholine in rat brain synaptosomes // J. Neurochem. 1989. V. 52. N 3. P. 896−901.
  686. Wilson J.E. Brain hexokinase // J. Biol. Chem. 1968. V. 243. P. 3640−3647. Wilson J.E. Brain hexokinase the prototype ambiqutous enzyme // Curr. Tur. Cell Regull. 1980. V. 16. N 1. P 11−44.
  687. Wilson J.E. Isozymes of mammalian hexokinase: structure, subcellular localization and metabolic function // J. Exper. Biol. 2003. V. 206. P. 2049−2057.
  688. Willson V.J.C., Tipton K.F. The activation of ox-brain NAD±dependent isocitrate dehydrogenase by magnesium ions // Europ. J. Biochem. 1981. V. 113. N 3. P. 477−483.
  689. Wrona M. Z., Dryhurst G. Oxidation of serotonin by superoxide radical: implications to neurodegenerative brain disorders // Chem. Res. Toxicol. 1998. V. 11. N6. P. 639−650.
  690. Wu X., Gao J., Yan J., Owyang C., Li Y. Hypothalamus-brain stem circuitry responsible for vagal efferent signaling to the pancreas evoked by hypoglycemia in rat // J. Neurophysiol. 2004. V. 91. P. 1734−1747.
  691. Wysmyk-Cybula U., Albrecht J. Zawartose kwasu y-aminomaslowego (GABA) oraz aktywnose decarbokzylazy glutominowej (GAD) w mozgu szcura w warunkach doswiadezalnej hipoglikemii //Neuropatol. Pol. 1981. Vol. 19. N 3. P. 369−376.
  692. Yang X.J., Kow L.M., Pfaff D.W., Mobbs C.V. Metabolic pathways that mediate inhibition of hypothalamic neurons by glucose // Diabetes. 2004. V. 53. N l.P. 67−73.
  693. Yao D., Mackenzie В., Ming H., Varoqui H., Zhu H., Hediger M. A., Erickson J. D. A novel system A isoform mediating Na+/neutral amino acid cotransport// J. Biol. Chem. 2000. V. 275. N 30. P. 22 790−22 797.
  694. Yi J. H., Hazell A. S. Excitotoxic mechanisms and the role of astrocytic glutamate transporters in traumatic brain injury // Neurochem. Int. 2006. V. 48. P. 394−403.
  695. Ylinen A.M.A., Miettinen R., Pitkanen A., Gulyas A.I. Freund T.F., Riekkinen P J. Enhanced gabaergic inhibition preserves hippocampal structure and function in a model of epilepsy // Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 1991. V.88. N 17. P. 7650−7653.
  696. Youdim M.B.H., Riederer P. Neurotoxiciti of nitric oxide and decompartmentation of ferritin-iron // J. Neurochem. 1993. V. 61. (Suppl). S53A.
  697. Young M. E., McNulty P., Taegtmeyer H. Adaptation and maladaptation of the heart in diabetes: Part II//Circulation. 2002. V. 105. N15. P. 1861−1870.
  698. Yu A.C.H., Schousboe A., Hertz L. Metabolic fate of (I4C)-labelled glutamate in astrocytes // J. Neurochem. 1982. V. 39. N 4. P. 954−966.
  699. Yu S., Ding W.G. The 45 kDa form of glucose transporter 1 (GLUT1) is localized in oligodendrocyte and astrocyte but not in microglia in the rat brain // Brain. Res. 1998. V. 797. P. 65−72.
  700. Yuan P-Q., Yang H. Neuronal activation of brain vagal-regulatory pathways and upper gut enteric plexuses by insulin hypoglycemia // Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 2002. V. 283. Iss. 3. P. 436−448.
  701. Yudkoff M., Daikhin Y., Grunstein L., Nissim I., Stern J., Pleasure D., Nissim I. Astrocyte leucine metabolism: significance of branched-chain amino acid transamination // J. Neurochem. 1996a. V. 66. N 1. P. 378−385.
  702. Yudkoff M., Daikhin Y., Nelson D., Nissim I., Erecinska M. Neuronal metabolism of branched-chain amino acids: flux through the aminotransferase pathway in synaptosomes // J. Neurochem. 1996b. V. 66. N 6. P. 2136−2145.
  703. Yudkoff M. Brain metabolism of branched-chain amino acids // GLIA. 1997. V. 21. N1. P. 92−98.
  704. Yudkoff M., Daikhin Y., Nissim I., Grunstein R., Nissim I. Effects of ketone bodies on astrocyte amino acid metabolism // J. Neurochem. 1997. V. 69. N 5. P. 682−692.
  705. Zammitt N.N., Frier B.M. Hypoglycemia in type 2 diabetes // Diabetes Care. 2005. V. 28. P. 2948−2961.
  706. Zammitt N.N., Warren R.E., Deary I.J., Frier B.M. Delayed recovery of cognitive function following hypoglycemia in adults with type 1 diabetes. Effect of impaired awareness of hypoglycemia // Diabetes. 2008. V. 57. P. 732−736.
  707. Zanotto L., Heinemann U. Aspartate and glutamate induced reductions in extracellular free calcium and sodium concentration in area CA1 of «in vitro» hippocampal slices of rats // Neurosci Lett. 1983. V. 35. N 1. P. 79−84.
  708. L., Youdim M. В., Riederer P., Connor J. R., Crichton R. R. Iron, brain ageing and neurodegenerative disorders // Nat. Rev. Neurosci. 2004. V. 5. P. 863 873.
  709. Zeevalk G.D., Nicklas W.J. Action of the anti-ischemic agent ifenprodil on N-methyl-D-aspartate and kainate-mediated excitotoxicity // Brain Res. 1990. V. 522. Nl.P. 135−139.
  710. Zeevalk G.D., Nicklas W.J. Lactate prevents the alterations in tissue amino acids, decline in ATP, and cell damage due to aglycemia in retina // J. Neurochem.2000. V. 75. N3. P. 1027−1034. /f
  711. Zhang M., Buttigieg J., Nurse C.A. Neurotransmitter mechanisms mediating low-glucose signalling in cocultures and fresh tissue slices of rat carotid body // J. Physiol. 2007. V. 578. N 3. P. 735−750.
  712. Zhuo L., Sun В., Zhang C. L., Fine A., Shiu S. Y., Messing A. Live astrocytes visualized by green fluorescent protein in transgenic mice // Dev. Biol. 1997. V. 187. N 1. P. 36−42.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!