Про-и антиапоптотическое действие нейролипинов на трансформированные и нормальные клетки нервной системы

Выводы.

1. На синтетической библиотеке аналогов нейролипинов изучены их прои антиапоптотические свойства в отношении клеток нервной системы и выявлены наиболее активные соединения — AA-DA и DHA-DA.

2. Выявлены наиболее активные аналоги арахидонолдофамина, оказывающие на клетки глиомы крысы С6 проапоптотическое действие, которое не снимается антагонистами каннабиноидных, ванилоидных и дофаминовых рецепторов.

3. AADA и DHADA вызывают апоптоз в клетках глиомы крысы С6 через активацию каспазного каскада.

4. AADA и DHADA не оказывают цитотоксического действия на нейроны и глиальные клетки крысы.

5. AADA и DHADA оказывают нейропротективное действие в моделях нейронального апоптоза и глутаматной токсичности только в присутствии глиальных клеток. Этот эффект снимается антагонистами каннабиноидного рецептора 2-го типа и ванилоидного рецептора, а также ингибиторами ключевых ферментов PI3K/Akt пути передачи внутриклеточного сигнала.

Заключение

.

В рамках данной работы был проведен анализ цитотоксичности и нейропротективной активности 39 аналогов нейролипинов. Анализ проводился с использованием как трансформированных, так и первичных культур. После скрининга на модели глиомы крысы С6 и модели нейронального апоптоза в первичной культуре гранулярных нейронов мозжечка крысы были выявлены два наиболее активных соединения: AADA и DHA-DA. Данные соединения оказывали токсический эффект на клетки глиомы С6 и глиомы человека U251, а также защищали гранулярные нейроны от апоптоза, вызванного пониженным содержанием К+, и от глутаматной токсичности. Все эффекты данных соединений были дозозависимы.

Изучение механизмов действия AA-DA и DHA-DA продемонстрировало, что в клетках глиомы и первичных культурах мишенями служат различные белки. Так, нейропротективное действие нейролипинов связано с CBR2 и TRPV1, в то время как мишени цитотоксического действия AA-DA и DHA-DA в глиоме обнаружить не удалось. Поскольку в исследовании использовались антагонисты каннабноидных и ванилоидных рецепторов, а также ингибиторы регуляторных киназ, возможно, проапоптотический эффект исследуемых соединений реализуется за счет не активации, а, напротив, ингибирования данных регуляторных белковне исключено также, что в клетках нервной системы существуют другие мишени нейролипинов.

Влияние ингибиторов ферментов, не связанных цепью последовательной активации, на реализацию эффекта нейролипинов, а также вовлеченность в регуляцию их нейропротективного действия как каннабиноидного, так и ванилоидного рецептора, дают возможность говорить о мультифункциональном воздействии нейролипинов на пути передачи внутриклеточного сигнала в клетках нервной системы. Отдельно стоит остановиться на взаимодействии каннабиноидных и ванилоидных рецепторов. Так, известно, что каннабиноидные рецепторы ингибируют активность аденилатциклазы (Howlett А. С- 1995), предотвращая активацию РКА, в то время как РКА фосфорилирует TRPVI, приводя его в активное состояние (De Petrocellis L., Harrison S., 2001; Mohapatra D. P, 2003). Таким образом, несмотря на то, что в рамках данной работы не удалось обнаружить мишени AA-DA и DHA-DA в клетках глиомы крысы, можно сказать, что вектор действия данных нейролипинов определяется балансом воздействия на различные пути передачи внутриклеточного сигнала, в вершине каскада, которого стоят каннабиноидные и ванилоидные рецепторы. Это, в свою очередь, дает возможность объединить каннабиноидные и ванилоидные рецепторы в единую систему передачи внутриклеточного сигнала.

Анализируя структуру молекулы, являющейся активатором данной системы, на основании проведенного скрининга можно сказать, что для реализации внутриклеточного сигнала значимым являются как неполярная, так и амидная части молекулы. Среди исследованных нейролипинов, именно дофаминовые производные обладали наиболее высокой активностью. Говоря о липофильной части молекулы, нужно отметить, что наиболее эффективными оказались соединения, имеющие в липофильной части молекулы 20−22 атома улерода, а также четное количество двойных связей (4 или 6).

Введение

двух метальных групп в альфа-положение жирной кислоты делает молекулу более устойчивой к гидролизу, но полностью лишает возможности реализации как про-, так. и антиапоптотического эффекта.

При анализе эффективности метаболитов нейролипинов было показано, что DHA проявляла нейропротективные свойства и не обладала цитотоксическим эффектом. При этом АА оказалась неактивной в обоих тестах. Не приходиться также говорить об активности дофамина, так как антагонист дофаминовых рецепторов галоперидол не оказывал влияния на действие нейролипинов во всех использованных моделях. Таким образом, можно сделать вывод, что значимыми для реализации прои антиапоптотического действия нейролипинов являются не их метаболиты, а структурные характеристики молекулы.

Полученные в настоящей работе данные позволяют рассматривать AA-DA и DHA-DA как перспективные протекторные соединения и дают новые подтверждения вовлеченности каннабиноидно-ванилоидной системы в процессы жизнедеятельности нейрональной клетки.

1. Cadogan А.К., Alexander S P., Boyd E. A., Kendall D.A. Influence of cannabinoids on electrically evoked dopamine release and cyclic AMP eneration in the rat striatum // J Neurochem.—1997.—V.9.— P. l 131—1137.

2. Romero J., Garcia L., Cebeira M., Zadrozny D., Fernandez-Ruiz J. J., Ramos J. A. The endogenous cannabinoid receptor ligand, anandamide, inhibits the motor behavior: role of nigrostriatal dopaminergic neurons. // Life Sci. — 1995. — V.56 — P.2033—2040.

3. Devane W.A., Hanus L, Breuer A, et al. Isolation and structure of a brain constituent that binds to the cannabinoid receptor // Science. — 1992 .— V.258 — P. 1946—1949.

4. Das S.K., Paria B.C., Chakraborty I., Dey S.K. Cannabinoid igand-receptor signaling in the mouse uterus // Proc. Nat. Acad. Set USA. — 1995. — V.92 — P.43 332—43 336.

5. Gormez del Pulgar, Т., Velasco, G., Samchez, С., Haro, A., Guzmarn, M. De novo-synthesized ceramide is involved in cannabinoid-induced apoptosis. // Biochem. J. — 2002.1. V.363. —P.183—188.

6. Zhang, W., Liu, H.T. МАРК signal pathways in the regulation of cell proliferation in mammalian cells. // Cell Res. — 2002. — V.12 — P.9−18.

7. Wartmann M., Campbell D., Subramanian A., Burstein S.H., Davis RJ. The MAP kinase signal transduction pathway is activated by the endogenous cannabinoid anandamide. // FEBS Lett. — 1995. — V.359 — P.133−136.

8. Stefano G.B., Salzet В., Salzet M. Identification characterization of the leech CNS cannabinoid receptor: coupling to nitric oxide release. // Brain Res. — 1997. — V.753 — P.219—224.

9. Smart D., Gunthorpe M.J., Jerman J.C., Nasir S., Gray J., Muir A.I., Chambers J.K., Randall A.D., Davis J.B. The endogenous lipid anandamide is a full agonist at the human vanilloid receptor (hVRl). // Br. J. Pharmacol. — 2000. — V.129 — P. 227−230.

10. Hanus L., Gopher A., Almong S., Mechoulam R. Two new unsaturated fatty acid etanolamides in brain that bind to the cannabinoid receptor // J Med Chem. — 1993. — V.361. P.3032−3034.

11. Fride E., Barg J., Levy R., Saya D., Heldman E., Mechoulam R., Vogel Z. Low doses of anandamides inhibit pharmacological effects of delta 9-tetrahydrocannabinol. // J Pharmacol Exp Ther. — 1995. — V.272 — P.699—707.

12. Kuehl F.A., Jacob Т.A., Ganley O.H., Ormond R.E., Meisinger M. The identification of N-3(hydroxyethyl)-palmitamide as a naturally occurring anti-inflammatory agent. // J Am Chem Soc. — 1957. — V.79 — P.5577—5578.

13. Lambert D.M., Vandevoorde S., Jonsson K.O., Fowler CJ. The palmitoylethanolamide family: a new class of anti-inflammatory agents? // Curr Med Chem. —2002. — P.663—674.

14. Schmid H.H., Berdyshev E.V. Cannabinoid receptor-inactive N-acylethanolamines and other fatty acid amides: metabolism and function // Prostaglandins Leukot Essent Fatty Acids— 2002. — V.66. — P.363—376.

15. Calignano A., La Rana G., Giuffrida A., Piomelli D. Control of pain initiation by endogenous cannabinoids // Nature—1998.—V.394.— P.277—281.

16. Calignano A., La Rana G., Piomelli D. Antinociceptive activity of the endogenous fatty acid amide, palmitylethanolamide // Eur J Pharmacol.—2001.—V.419. —P. 191—198.

17. Heldlund P.B., Carson J.G. Allosteric regulation by oleamide of the binding properties of 5-hydroxytryptamine7 receptors // Biochem Pharmacol.— 1999.— V.58.— P. 1807—1813.

18. Thomas E.A., Cravatt B.F. The endogenous lipid oleamide activates serotonin 5-HT7 neurons in mouse thalamus and hypothalamus. // J Neurochem.— 1999.—V.72.— P.2370— 2378.

19. Boger D.L., Patterson J.E. Chemical requirements for inhibition of gap junction communication by the biologically active lipid oleamide // PNAS— 1998.— V.95 — P.4810—4815.

20. Guan X., Cravatt B.F. The sleep-inducing lipid oleamide deconvolutes gap junction communication and calcium wave transmission in glial cells // J Cell Biol.— 1997.— V.139 — P. 1785—1792.

21. Lees G., Edwards M.D., Hassoni A.A. Modulation of GABA (A) receptors and inhibitory synaptic currents by the endogenous CNS sleep regulator cis-9,~10-octadecenoamide (cOA) // Br J Pharmacol —1998. V.24—P.873—882.

22. Yost C.S., Hampson A.J. Oleamide potentiates benzodiazepine-sensitive gamma-aminobutyric acid receptor activity but does not alter minimum alveolar anesthetic concentration // Anesth Analg.— 1998.— V.86— P. 1294—1300.

23. Rakhshan F., Day T.A., Blakely R.D., Barker E.L. Carrier-mediated uptake of the endogenous cannabinoid anandanride in RBL-2H3 cells // J Pharmacol Exp Ther.— 2000. —V.292— P.960—967.

24. Karava V., Fasia L., Siafaka-Kapadai A. Anandamide axnidohydrolase activity, released in the medium by Tetrahymena pyriformis. Identification and partial characterization // FEBS Lett.—2001.—V.508 — P.327—331.

25. Maccarrone M., Attina M., Bari M., Cartoni A., Ledent C., Finazzi-Agro A. Anandamide degradation and N-acylethanolamines level in wild-type and CB1 cannabinoid receptor knockout mice of different ages // J Neurochem.— 2001.— V.78 — P.339—348.

26. Voth E., and Schwartz R. Medicinal applications of d-9-tetrahydrocannabinol and marijuana//Ann. Intern. Med.—1997,—V.126 —P.791—798.

27. Sugiura Т., Kondo S., Sukagawa A., Nakane S., Shinoda A., Itoh K., Yamashita A., Waku K. 2-Arachidonoylglycerol: a possible endogenous cannabinoid receptor ligand in brain // Biochem Biophys Res Commun—1995. — Y.215 —P.89—97.

28. Fride E., Ginzburg Y., Breuer A., Bisogno Т., Di Marzo V., Mechoulam R. Critical role of the endogenous cannabinoid system in mouse pup suckling and growth // Eur J Pharmacol.— 2001.— V.419—P.207—214.

29. Hanus L., Abu-Lafi S., Fride E., Breuer A., Vogel Z., Shalev D.E., Kustanovich I., Mechoulam R. 2-arachidonyl glyceryl ether, an endogenous agonist of the cannabinoid CB1 receptor // Proc Natl Acad Sci USA— 2001.—V.98—P.3662—3665.

30. Sheskin Т., Hanus L., Slager J., Vogel Z., Mechoulam R. Structural requirements for binding of anandamide-type compounds to the brain cannabinoid receptor // J Med Chem.— 1997. V.40— P.659—667.

31. Burstein S.H., Rossetti R.G., Yagen В., Zurier R.B. Oxidative metabolism of anandamide // Prostaglandins Other Lipid Mediat.— 2000. 61—P.29—41.

32. Prusakiewicz J.J., Kingsley P.J., Kozak K.R., Marnett L.J. Selective oxygenation of Narachidonylglycine by cyclooxygenase-2 // Biochem Biophys Res Commun.— 2002.— V.296—P.612—617.

33. Toth A., Kedei N., Wang Y., Blumberg P.M. Arachidonyl dopamine as a ligand for the vanilloid receptor VR1 of the rat // Life Sci.— 2003.— V.73— P.487-^98.

34. Premkumar L.S., Qi Z.H., Van Buren J., Raisinghani M. Enhancement of potency and efficacy of NADA by PKC-mediated phosphorylation of vanilloid receptor // J Neurophysiol.— 2004.—V.91— P.1442—1449.

35. Huang S.M., Walker J.M. Enhancement of spontaneous and heat-evoked activity in spinal nociceptive neurons by the endovanilloid/endocannabinoid N-arachidonoyldopamine (NADA) // J Neurophysiol.— 2006.— V.95— P1207—1212.

36. Castellano C., Cabib S. The effects of anandamide on memory consolidation in mice involve both D1 and D2 dopamine receptors // Behav Pharmacol. — 1997.— V.8 —P.707— 712.

37. Mallet P.E., Beninger R.J. The cannabinoid CB1 receptor antagonist SR141716A attenuates the memory impairment produced by delta9-tetrahydrocannabinol or anandamide. // Psychopharmacology. — 1998. — V. 140 — P. 11—29.

38. Wenger Т., Jamali K.A. Arachidonyl ethanolamide (anandamide) activates the parvocellular part of hypothalamic paraventricular nucleus. // BBRC. — 1997. — Y.237 — P.724—728.

39. Weidenfeld J., Feldam S. Effect of the brain constituent anandamide, a cannabinoid receptor agonist, on the hypothalamo-pituitary-adrenal axis in the rat. // Neuroendocrinology.1994.— V.59 — 110−112.

40. Manzanares J., Corchero J. Pharmacological and biochemical interactions between opioids and cannabinoids // Trends Pharmacol Sci. — 1999. — V.20 — P.287—294.

41. Fuentes J.A., Ruiz-Gayo M. Cannabinoids as potential new analgesics // Life Sci. — 1999.1. V.65 — P.675—685.

42. Walker J.M., Hohmann A.G. The neurobiology of cannabinoid analgesia. // Life Sci. — 1999. — V.65 — P.665—673.

43. Sugiura T, Kishimoto S, Oka S, Gokoh M. Biochemistry, pharmacology and physiology of 2-arachidonoylglycerol, an endogenous cannabinoid receptor ligand.// Prog Lipid Res. — 2006. — V.45 — P .405—446.

44. Ueda N, Kurahashi Y, Yamamoto S, Tokunaga T. Partial purification and characterization of the porcine brain enzyme hydrolyzing and synthesizing anandamide // J Biol Chem. — 1995. — V.270 — 23 823—23 827.

45. Schmid H.H. Pathways and mechanisms of N-acylethanolamine biosynthesis: can anandamide be generated selectively? // ChemPhys Lipids. — 2000. — V.108 — P.71—87.

46. Di Marzo V., Fontana A., Cadas H., Schinelli S., Cimino G., Schwartz J.C., Piomelli D. Formation and inactivation of endogenous cannabinoid anandamide in central neurons // Nature. — 1994.— V.372—P.686−691.

47. Piomelli, D., Giuffrida, A., Calignano, A., and Rodry’guez de Fonseca, F. Theendocannabinoid system as a target for therapeutic drugs // Trends Pharmacol. Sci.— 2000.—V.21 -218−224.

48. Guzman M., Galve-Roperh I., Sanchez C. Ceramide: a new second messenger of cannabinoid action // Trends Pharmacol Sci —2001.—V.22—P.19−22.

49. McFarland M.J., Barker E.J. Anandamide transport // Pharmacol. Therap.—2004.— V.104—P.117—135.

50. Cravatt B.F., Giang D.K., Mayfield S.P., Boger D.L., Lemer R.A., Gilula N.B. Molecular characterization of an enzyme that degrades neuromodulatory fatty-acid amides // Nature— 1996,—V.384—P.83—87.

51. Desarnaud F., Cadas H. Anandamide amidohydrolase activity in rat brain microsomes. Identification and partial characterization. // J Biol Chem.—1995.— V.270—P.6030—6035.

52. Watanabe K., Ogi S. Distribution and characterization of anandamide amidohydrolase in mouse brain and liver // Life Sci.—1998.— V.62—P.1223—1229.

53. Schmid P.C., Zuzarte-Augustin M.L., Schmid H.H. Properties of rat liver N-acylethanolamine amidohydrolase//J. Biol. Chem.—1985.—.V.260—P.14 145—14 149.

54. Goparaju S.K., Ueda N. Enzymes of porcine brain hydrolyzing 2-arachidonoyIglycerol, an endogenous ligand of cannabinoid receptors. // Biochem Pharmacol.—1999.—V.57— P.417—423.

55. Lang W., Qin C. Substrate specificity and stereoselectivity of rat brain microsomal anandamide amidohydrolase. // J Med Chem.—1999.— V.42—P.896—902.

56. Dinh T.P., Carpenter D., Leslie F.M., Freund T.F., Katona I., Sensi S.L., Kathuria S., Piomelli D. Brain monoglyceride lipase participating in endocannabinoid inactivation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.—2002.—V.99—10 819—10 824.

57. Sim L.J., Selley D.E., Xiao R., Childers S.R. Differences in G-protein activation by mu and delta opioid, and cannabinoid, receptors in rat striatum // Eur J Pharmacol.—1996.— V.307—P.97—105.

58. Lutz B. On-demand activation of the endocannabinoid system in the control of neuronal excitability and epileptiform seizures // Biochem Pharmacol.—2004.—V.68—P. 1691—1698.

59. Di Marzo V., Izzo A.A. Endocannabinoid overactivity and intestinal inflammation // Gut.—2006.—V.55—P.1373—1376.

60. Mackie K. Cannabinoid receptors as therapeutic targets //Annu Rev Pharmacol Toxicol .—2006.—V.46—P. 101—122.

61. Pertwee R.G. The pharmacology of cannabinoid receptors and their ligands: an overview // Int J Obes (Lond)—2006.—Y. 30(Suppl. 1)—P.13—S18.

62. Freund T.F., Katona I., Piomelli D. Role of endogenous cannabinoids in synaptic signaling // Physiol Rev.—2003.—" V.83—P.l017—1066.

63. Ramirez B.G., Blazquez C., del Pulgar T.G., Guzman N., de Ceballos M.A. Prevention of Alzheimer’s disease pathology by cannabinoids: neuroprotection mediated by blockade of microglial activation // J Neurosci.—2005,—V.25-P.1904;1913.

64. Ledent C., Valverde G. Unresponsiveness to cannabinoids and reduced addictive effects of opiates in CB1 receptor knockout mice. //Scince.—1999.—V.283—P.401—404.

65. Mu J., Zhuang S-Y., Kirby M. Т., et al. Cannabinoid receptors differentially modulate potassium A and D currents in hippocampal neurons in culture // J. Pharmacol. Exp. Ther.— 1999.—V.291—P.893— 902.

66. Pertwee R. G. Pharmacology of cannabinoid CB1 and CB2 receptors // Pharmacol. Ther.—1997.—V.74—P. 129—180.

67. Gebremedhin D.,. Lange A. R,. Campbell W. B, et al. Cannabinoid CB1 receptor of cat cerebral arterial muscle functions to inhibit L-type Ca2+ channel current // Am. J. Physiol.— 1999.—V.276—H2085 H2093.

68. Gudermann Т., Schoneberg Т., Schultz G. Functional and structural complexity of signal transduction via G protein-coupled receptors // Annu Rev Neurosci.—1997.—V.20—P.399−427.

69. Howlett A.C. Pharmacology of cannabinoid receptors // Annu Rev Pharmacol Toxicol.— 1995.— V.35—P.607−634.

70. Howlett A.C. Cannabinoid inhibition of adenylate cyclase. Biochemistry of the response in neuroblastoma cell membranes // Mol Pharm.—1985.—V.27—P.429³ 6.

71. Bouaboula M., Poinot-Chazel C., Bourne В., Canat X., Calandra В., Rinaldi-Carmona M., Le Fur G., Casellas P. Activation of mitogen-activated protein kinases by stimulation of the central cannabinoid receptor CB // Biochem J.—1995,—Y.312—P.637—641.

72. Pertwee R. G.,. Ross R. A. Cannabinoid receptors and their ligands // Prostaglandins Leukotrienesand Essential Fatty Acids.—2002.—V.66—101—121.

73. Katona I., Rancz E.A., Acsady L., Ledent C., Mackie K., Hajos N., Freund T.F. Distribution of CB1 cannabinoid receptors in the amygdala and their role in the control of GABAergic transmission // J Neurosci.— 2001,—V.21—P.9506−9518:

74. Wager-Miller J., Westenbroek R., Mackie K. Dimerization of G protein-coupled receptors: CB1 cannabinoid receptors as an example // Chem Phys Lipids —2002.—V.121—P.83−89.

75. Mackie K. Cannabinoid receptor homoand heterodimerization // Life Sci —2005.— V.77—P. 1667—1673.

76. Derkinderen P., Valjent E., Toutant M., Corvol J.C., Enslen H., Ledent C., Trzaskos J., Caboche J., Girault J.A. Regulation of extracellular signal-regulated kinase by cannabinoids in hippocampus // J Neurosci.—2003.—V.23—2371—2382.

77. Rueda D., Galve-Roperh I., Haro A., Guzman M. The CB1 cannabinoid receptor is coupled to the activation of c-Jun N-terminal kinase // Mol Pharmacol.—2000.—V.58— P.814—820.

78. Jin W., Brown S., Roche J.P., Hsieh C., Celver J.P., Kovoor A., Chavkin C., Mackie K. Distinct domains of the CB1 cannabinoid receptor mediate desensitization and internalization // J Neurosci.—1999.—Y.19—P.3773—3780.

79. Keren O., Same Y. Multiple mechanisms of CB1 cannabinoid receptors regulation // Brain Res.—2003.—V.980—P.197—205.

80. Hsieh C., Brown S., Derleth C., Mackie K. Internalization and recycling of the CB1 cannabinoid receptor // J Neurochem.—1999.—V.73—P.493—501.

81. Al-Hayani A., Wease K.N., Ross, R.A., Pertwee R.G., Davies, S.N. The endogenous cannabinoid anandamide activates vanilloid receptors in the rat hippocampal slice // Neuropharmacology.—2001 .—V.41—P.1000−1005.

82. Hogestatt E.D., Zygmunt P.M. Cardiovascular pharmacologyof anandamide // Prostaglandins Leukot. Essent. Fatty Acids.—2002.—V.66—P.43−351.

83. Caterina M.J., Julius D. The capsaicin receptor: a heat-activatedion channel in the pain pathway // Nature.—1997.—V.398—P.816−824.

84. Bevan S., Szolcsanyi J. Sensory neuron-specific actions of capsaicin: Mechanisms and applications // Trends Pharmacol. Sci.- 1990. V. l 1, — P. 330−333.

85. Gunthorpe M. J. Identification and characterization of SB-366 791, a potentive and selective vanilloid receptor (Vrl/TRPVl) antagonist // Neuropharmac- 2004; V.46- P. 133−149.

86. Harrison S., De Petrocellis L., Trevisani M., Benvenuti F., Bifulco M., Geppetti P., Di Marzo V. Capsaicin-like effects or N-arachidonoyl-dopamine in the isolated guinea pig bronchi and urinary bladder // Eur. J. Pharmcol.- 2003. V. 475, — P. 107−114.

87. Sugiura Т., Tominaga M., Katsuya H., Mizumura K. Bradykinin lowers the threshold temperature for heat activation of vanilloid receptor 1 // J. Neurophysiol 2002 — V.88 — P. 544−548.

88. Clapham D.E. TRP channels as cellular sensors //Nature.—2003.—V.426—P.517−524.

89. Schumacher M.A., Jong B.E., Frey S.L., Sudanagunta S.P., Capra N.F., Levine J.D. The stretch inactivated channel, a vanilloid receptor variant, is expressed in small-diameter sensory neurons in the rat // Neurosci Lett (2000)287:215−218.

90. Sanchez J.F., Krause J.E., Cortright D.N. The distribution and regulation of vanilloid receptor VR1 and VR1 5' splice variant RNA expression in rat // Neuroscience.—2001.— V.7—P.373—381.

91. Kedei N., Szabo Т., Lile J.D., Treanor J.J., Olah Z., Iadarola M.J., Blumberg P.M. Analysis of the native quaternary structure of vanilloid receptor 1 // J Biol Chem.—2001.— V.276—P.28 613—28 619.

92. Hellwig N., Albrecht N., Harteneck C., Schultz G., Schaefer M. Homoand heteromeric assembly of TRP V channel subunits // J Cell Sci.—2005.—V.l 18—P.917−928.

93. Goswami C., Dreger M., Jahnel R., Bogen O., Gillen C., Hucho F. Identification and characterization of a Ca2+ -sensitive interaction of the vanilloid receptor TRPV1 with tubulin // J Neurochem.—2004.—V.91—P. 1092−1103.

94. Chuang H.H., Prescottt E.D., Kong H., Shields S., Jordt S.E., Basbaum A.I., Caho M.V., Julius D. Bradykinin and nerve growth factor release the capsaicin receptor from Ptdlns4,5 P2-mediated inhibition //Nature.—2001.—V. 411—P.957−962.

95. Caterina M. J., Julius D. The vanilloid receptor: a molecular gateway to the pain pathway //Annu. Rev. Neurosci.—2001.—V.24.—P.487—517.

96. Jung J., Shin J. S., Lee S. Y., Hwang S. W., Koo J., Cho H., Oh U. Phosphorylation of vanilloid receptor 1 by Ca2+/calmodulindependent kinase II regulates its vanilloid binding. J. Biol. Chem.—2004.—V.279.—P.7048—7054.

97. Marshall I. C., Owen D. E., Gripps Т. V., Davis J. В., McNulty S., Smart D. Activation of vanilloid receptor 1 by resiniferatoxin mobilizes calcium from inositol 1,4,5-triphosphte sensitive stores //Br. J. Pharmacol—2003.—V.138.—P.172—176.

98. Rosenbaum Т., Gordon-Shaag A., Munari M., Gordon S. E. CaCa2+/calmodulin modulates TRPV1 activation by capsaicin // J. Gen. Physiol.— 2004 — V.123.—P. 53−62.

99. Szallasi A., Appendino G. Vanilloid receptor TRPV1 antagonists as the next generation of painkillers. Are we putting the cart before the horse? // J. Med. Chem.—2004.-V.47.— P.2717—2723.

100. Holzer P. Capsaicin: Cellular targets, mechanisms of action, and selectivity for thin sensory neurons // Pharmacol. Rev.—1991.—V.43.—P. 143—201.

101. Szallasi A., Blumberg P. M. Vanilloid (capsaicin) receptors and mechanisms // Pharmacol. Rev.—1999.—V.51 .—P. 159—211.

102. Wang D.H. The vanilloid receptor and hypertension // Acta Pharmacol. Sin.—2005.— V.26.—P.286—294.

103. Eun SY, Jung SJ, Park YK, Kwak J, Kim SJ, Kim J (2001) Effects of capsaicin on Ca2+ release from the intracellular Ca2+ stores in the dorsal root ganglion cells of adult rats // Biochem Biophys Res Commun.— V.285—P. 1114−11 120.

104. Karai L.J., Russell J.T., Iadarola M.J., Olah Z. Vanilloid receptor 1 regulates multiple calcium compartments and contributes to Ca2±induced Ca2+ release in sensory neurons // J Biol Chem.—2004,—V.279—P. 16 377−16 387.

105. Ahluwalia J., Yaqoob M., Urban L., Bevan S., Nagy I. Activation of capsaicin-sensitive primary sensory neurones induces anandamide production and release // J Neurochem.— 2003.— V.84—P.585−591.

106. Jordt S.E., Julius D. Molecular basis for species-specific sensitivity to «hot» chili peppers // Cell.—2002,—V. 2108—P.421−430.

107. Xu H., Blair N.T., Clapham D.E. Camphor activates and strongly desensitises the transient receptor potential vanilloid subtype 1 channel in a vanilloid-independent mechanism // J Neurosci.—2005.—V.25—P.8924−8937.

108. Mandadi S., Tominaga Т., Numazaki M., Murayama N., Saito N., Armati P.J., Roufogalis B.D., Tominaga M. Increased sensitivity of desensitized TRPV1 by PMA occurs through PKCs-mediated phosphorylation at S800 // Pain.—2006,—V. 123—106—116.

109. Mohapatra D.P., Nau C. Regulation of Ca2±dependent desensitization in the vanilloid receptor TRPV1 by calcineurin and cAMP-dependent protein kinase // J Biol Chem.— 2005.—V.280—P. 13 424−13 432.

110. Munson A. E., Harris L. S., Friedman M. A., Dewey W. L., Carchman R. A. Antineoplastic activity of cannabinoids // J. Natl Cancer Inst.—, 1975.—V.55—P.597—602.

111. De Petrocellis L. Melck D., Palmisano A., Bisogno Т., Laezza C., Bifulco M., Di Marzo V. The endogenous cannabinoid anandamide inhibits human breast cancer cell proliferation // Proc. Natl Acad. Sci USA.—1998.—V.95—P.8375−8380.

112. Sanchez C., Galve-Roperh I., Canova C., Brachet P., Guzman M. D9-Tetrahydrocannabinol induces apoptosis in C6 glioma cells // FEBS Lett.—1998.—V.436— P.6−10.

113. Ruiz L., Miguel A., Dyaz-Laviada I. D9-Tetrahydrocannabinol induces apoptosis in human prostate PC-3 cells via a receptor-independent mechanism // FEBS Lett.—1999.— V.458—P.400—404.

114. Jacobsson S.O., Wallin Т., Fowler C.J. Inhibition of rat C6 glioma cell proliferation by endogenous and synthetic cannabinoids. Relative involvement of cannabinoid and vanilloid receptors // J Pharmacol Exp Ther.—2001—V.299—P.951—959.

115. Maccarrone M., Bari M., Lorenzon Т., Bisogno Т., Di Marzo V., Finazzi-Agro A. Anandamide uptake by human endothelial cells and its regulation by nitric oxide // J Biol Chem.—2000.—V.275—P.13 484—13 492.

116. Liebmann C., Regulation of MAP kinase activity by peptide receptor signaling pathway: paradigms of multiplicity. // Cell Signal.—2001.—Y.l 3—777—785.

117. Lutrell L.M., Activation and targeting of mitogen-activated protein kinases by G-protein-coupledreceptors// Can. J. Physiol. Pharmacol.—2002—V.80—P.375—382.

118. Terada Y., Nakashima O., Inoshita S., Kuwahara M., Sasaki S., Marumo F., Mitogen-activated protein kinase cascade and transcription factors: the opposite role of MKK3/6-p38K and MKK1-МАРК//Nephrol. Dial. Transplant.—1999.—V.14(Suppl 1)—P.45−47.

119. Qiao S., Li W., Tsubouchi R., Haneda M., Murakami K., Yoshino M. Involvement of perxynitrite in capsaicin-induced apoptosis of C6 glioma cell. // Neurosci Res.—2005.— Y.51—P. 175.

120. Blarzquez C., Casanova M.L., Planas A., Gormez del Pulgar Т., Villanueva C., Fernarndez-Acenero M.J., Aragoners J., Human J.W., Jorcano J.L., Guzmarn, M. Inhibition of tumor angiogenesis by cannabinoids // FASEB J—2003—V. 17—P.529−531.

121. Erecinska M., Silver I.A. Relationships between ions and energy metabolism: cerebral calcium movemaents during, ischaemia and subsequent recovery // Can J Physiol Pharmacol.—1992.—V.70-P.83−109.

122. Baker D., Pryce G., Croxford J. L., Brown P., Pertwee R. G., Huffman J. W., Layward L. Cannabinoids control spasticity and tremor in a multiple sclerosis model // Nature.—2000.— V.404—P.84−87.

123. Jin K.L., Мао X.O., Goldsmith P.C., Greenberg D.A. CB1 cannabinoid receptor induction in experimental stroke. Ann // Neurol.—2000.—V.48—P.257−261.

124. Parmentier-Batteur S., Jin К., Мао X.O., Xie L., Greenberg D.A. Increased severity of stroke in CB1 cannabinoid receptor knock-out mice // J. Neurosci.—2002.—V.22—P.9771−9775.

125. Maher E.A., Furnari F.B., Bachoo R.M., Rowitch D.H., Louis D.N., Cavenee W.K., DePinho R.A. Malignant glioma: genetics and biology of a grave matter //Genes Dev.— 2001.—V.15—P.1311−1333.

126. Panikashvili D., Simeonidou C., Ben-Shabat S., Hanus L., Breuer A., Mechoulam R., Shohami E. An endogenous cannabinoid (2-AG) is neuroprotective after brain injury // Nature.—2001,—V.413-P.527−531.

127. Panikashvili D., Mechoulam R., Beni S.M., Alexandrovich A., Shohami. E. CB1 cannabinoid receptors are involved in neuroprotection via NF-kappa В inhibition // J. Cereb. Blood Flow Metab.—2005.—V.25—P.477−484.

128. Louw D.F., Yang F.W., Sutherland G.R. The effect of delta-9-tetrahydrocannabinol on forebrain ischemia in rat // Brain Res.—2000.—V.857—P.83−187.

129. Nagayama Т., Sinor A.D., Simon R.P., Chen J., Graham S.H., Jin K., Greenberg D.A. Cannabinoids and neuroprotection in global and focal cerebral ischemia and in neuronal cultures // J. Neurosci.—1999.—V. 19— P.2987−2995.

130. Mauler F., Hinz V., Augstein K.H., Fassbender M., Horvath E. Neuroprotective and brain edema-reducing efficacy of the novel cannabinoid receptor agonist BAY 38−7271 // Brain Res.—2003.—V.989—P.99−111.

131. Braida D., Pozzi M., Sala M. CP 55,940 protects against ischemia-induced electroencephalographic flattening and hyperlocomotion in Mongolian gerbils // Neurosci. Lett.—2000.—V.296-P.69−72.

132. Zhuang S.-Y., Bridges D., Grigorenko E. Cannabinoids produce neuroprotection by reducing intracellular calcium release from ryanodine-sensitive stores // Neuropharmacology—2005.—V.481 086—1096.

133. Abood M.E., Rizvi G., Sallapudi N., McAllister S.D. Activation of the CB1 cannabinoid receptor protects cultured mouse spinal neurons against excitotoxicity // Neurosci. Lett.— 2001.—V.309—P. 197—201.

134. Shen M., Thayer S.A. Cannabinoid receptor agonists protect cultured rat hippocampal neurons from excitotoxicity // Mol. Pharmacol.—1998.—V.54—P.459—462.

135. Kim S.H., Won S.J., Мао X.O., Jin K, Greenberg D.A. Involvement of protein kinase A in cannabinoid receptor-mediated protection from oxidative neuronal injury // J. Pharmacol. Exp. Therap.—2005,—V.313—P.88—94.

136. Bobrov M., Gretskaya N., Payet O., Bezuglov V., Durand Т., Maurin L., Tourrel F., Adjali O., Rinaldi-Carmona M., Muller A. Different pharmacological profile of two closely related endocannabinoid ester analogs // Life Sci.—2005.—V.77—P. 1425—1440.

137. Sinor A.D., Irvin S.M., Greenberg D.A. Erythropoietin protects cultured cortical neurons, but not astroglia, from hypoxia and AMPA toxicity // Neurosci. Lett.— 2000.—V.278— P.157—160.

138. Sinor A.D., Irvin S.M., Greenberg D.A. Erythropoietin protects cultured cortical neurons, but not astroglia, from hypoxia and AMPA toxicity // Neurosci. Lett.— 2000.—V.278— P.157—160.

139. Stoppini L.- A simple method for organotpic cultures of nervous tissue. // J.Neurosci. Meth.— 1991.—V.37—P.173—178.

140. Zhang W., Long Y., Zhang J., Wang C. Modulatory effects of EPA and DHA on proliferation and apoptosis of pancreatic cancer cells // J. Huazhong. Univ. Sci. Technolog. Med. Sci.—2007.—V.27—P. 547—550.

141. Tang D.G., Chen Y.Q., Honn K.V. Arachidonate lipoxygenases as essential regulators of cell survival and apoptosis // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.—1996.—V.93—P.5241−5246.

142. Sheskin Т., Hanus L., Slager J., Vogel Z. et al. Structural requirements for binding of anandamide-type compounds to the brain cannabinoid receptor // J. Med.Chem.—1997.— V.40—P.659−667.

143. Sugiura Т., Kondo S., Sukagawa A., Nakane S. et al. 2-Arachidonoylglycerol: a possible endogenous cannabinoid receptor ligand in brain. // Biochem. Biophys. Res. Commun.— 1995.—Y.215—P.89—97.

144. Panikashvili D., Shein N.A., Mechoulam R., Trembovler V. et al. The endocannabinoid 2-AG protects the blood-brain barrier after closed head injury and inhibits mRNA expression of proinflammatory cytokines //Neurobiol. Dis.—2006.—V.22—P.257—264.

145. Facchinetti F., Del Giudice E., Furegato S., Passarotto M., et al. Cannabinoids ablate release of TNFalpha in rat microglial cells stimulated with lypopolysaccharide // Glia.— V.41—P.161—168.

146. Серков И. В., Безуглов B.B. // Успехи химии. 2009. Т. 78. С. 442−465.

147. Chu С. J., Huang S.M., De Petrocellis L., Bisogno T. et al. N-oleoyldopamine, a novel endogenous capsaicin-like lipid that produces hyperalgesia // J. Biol. Chem.—2003.— V.278—P. 13 633—13 639.

148. Toth A., Kedei N., Wang Y., Blumberg P.M. Arachidonyl dopamine as a ligand for the vanilloid receptor VR1 of the rat // Life Sci.—2003.—V.73—P.487—498.

149. Di Marzo V., Griffin. G., De Petrocellis L.- Brandi I. ey al. A structure/activity relationship study on arvanil, an endocannabinoid and vanilloid hybrid // J. Pharmacol. Exp. Ther.—2002.—V.300—P.984—991.

150. Devane W.A., Hanus L., Breuer A., Pertwee R.G. et al. Isolation and structure of a brain constituent that binds to the cannabinoid receptor // Science.—1992.—V.258—P. 1946;1949.

151. Guzman M. Cannabinoids: potential anticancer agents // Nat. Rev. Cancer.—2003.— V.3—P.745−755.

152. Hillard С J., Manna S., Greenberg M.J., DiCamelli R. et al. Synthesis and characterization of potent and selective agonists of the neuronal cannabinoid receptor (CB1) // J. Pharmacol. Exp. Ther.—1999.—V.289—P.1427—1433.

153. Bouaboula M., Poinot-Chazel C., Bourrie В., Canat X. et al. Activation of mitogen-activated protein kinases by stimulation of the central cannabinoid receptor CB1 // Biochem. J.—1995.—" V.312—P.637−641.

154. Van der Stelt M., Di Marzo V. Cannabinoid receptors and their role in neuroprotection // NeuromolecularMed—2005.—V.7—P.37—50.

155. Beni S., Kohen R., Reiter R., Tan D., Shohami E. Melatonin-induced neuroprotection after closed head injury is associated with increased brain antioxidants and attenuated late-phase activation ofNF-kappaB and AP-1 // FASEB J.—2004.—V.l 8—P.l 49—51.

156. Karanian D., Brown Q., Makriannis A., Bahr B. Blocking cannabinoid activation of FAK and ERK½ compromises synaptic integrity in hippocampus // Eur J Pharmacol.— 2005.—V.508—P.47—56.

157. Bobrov M. Y, Lizhin A. A, Andrianova E. L, Gretskaya N. M, et al. Antioxidant and neuroprotective properties of N-arachidonoyldopamine // Neurosci Lett.—2008.—V.431— P.6—11.

158. Bobrov M. Y, Lyzhin A. A, Andrianova E. L, Gretskaya N. M, et al. Antioxidant and neuroprotective properties of N-docosahexaenoyl dopamine // Bull Exp Biol Med.—2006.— V.142—P.425—427.J.