Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Секретируемые белки цианобактерии Synechocystis и использование их сигнальных пептидов для секреции гетерологичных белков

Диссертация: Секретируемые белки цианобактерии Synechocystis и использование их сигнальных пептидов для секреции гетерологичных белков
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Трансформанты Synechocystis, содержащие лидерный пептид PilA, лидерный пептид Slr2016 и синтетический лидерный пептид, также обладающий положительным поверхностным зарядом, эффективно секретировали репортерный белок LicB в среду культивирования. Трансформант Synechocystis, несущий лидерную последовательность с отрицательным поверхностным зарядом и контрольный рекомбинант, содержащий репортерный… Читать ещё >

Секретируемые белки цианобактерии Synechocystis и использование их сигнальных пептидов для секреции гетерологичных белков (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • ГЛАВА 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Механизмы секреции белков и образования поверхностных структур в клетках Грам-отрицательных бактерий
      • 1. 1. 1. Транслокация секретеруемых белков через цитоплазматическую мембрану
        • 1. 1. 1. 1. Сигнальные последовательности секретируемых белков
        • 1. 1. 1. 2. Транслокация секретируемых белков через ВнМ посредством See-системы
      • 1. 1. 2. Путь шаперона/посредника
      • 1. 1. 3. Механизм секреции I типа
      • 1. 1. 4. Механизм секреции II типа
        • 1. 1. 4. 1. Секреция белков через внешнюю мембрану
        • 1. 1. 4. 2. Пили IV типа
      • 1. 1. 5. Механизм секреции III типа
      • 1. 1. 6. Механизм секреции IV типа
      • 1. 1. 7. Механизм секреции V типа
    • 1. 2. Поверхностные структуры Synechocystis
    • 1. 3. Секреторный аппарат Synechocystis
  • ГЛАВА 2. ОБЪЕКТЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЙ
    • 2. 1. Штаммы Е. col
    • 2. 2. Штамм Synechocystis
    • 2. 3. Плазмиды и векторы
    • 2. 4. Условия культивирования Synechocystis
    • 2. 5. Выделение секретируемых белков Synechocystis
    • 2. 6. Фракционирование белков
    • 2. 7. Перенос белков на мембрану
    • 2. 8. Определение аминоконцевых последовательностей
    • 2. 9. Анализ секвенированных последовательностей
    • 2. 10. Экспериментальные (стрессовые) условия культивирования Synechocystis
    • 2. 11. Выделение РНК и нозерн-блот анализ
    • 2. 12. Анализ экспрессии генов с помощью ДНК-микроэррей
    • 2. 13. Синтетические олигонуклеотиды соответствующие лидерным пептидам секретируемых белков
    • 2. 14. Секвенирование плазмид
    • 2. 15. Трансформация клеток Synechocystis
    • 2. 16. Выделение геномной ДНК Synechocystis
    • 2. 17. Амплификация фрагментов ДНК
    • 2. 18. Функциональный тест на активность лихеназы в клетках Е. col
    • 2. 19. Функциональные тесты на активность лихеназы, секретируемой в среду культивирования клетками Е. col
    • 2. 20. Функциональный тест в ПААГ на активность лихеназы, секретируемой в среду культивирования клетками Е. col
    • 2. 21. Функциональный тест на активность лихеназы в клетках Synechocystis
    • 2. 22. Функциональный тест на активность лихеназы, секретируемой в среду культивирования клетками Synechocystis
    • 2. 23. Функциональный тест в ПААГ на активность лихеназы, секретируемой в среду культивирования клетками Synechocystis
  • ГЛАВА 3. РЕЗУЛЬТАТЫ ИССЛЕДОВАНИЙ И ИХ ОБСУЖДЕНИЕ
    • 3. 1. Идентификация и предполагаемые функциональные характеристики секретируемых белков Synechocystis
    • 3. 2. Влияние различных стрессовых факторов на секрецию белков клетками Synechocystis
      • 3. 2. 1. Влияние различных стрессовых факторов на экспрессию генов, кодирующих секретируемые белки Synechocystis

      3.2.2. Динамика транскрипции генаpilAl под воздействием различных стрессовых факторов 74 3.2.3. Влияние стрессовых факторов на экспрессию генов, кодирующих предполагаемые компоненты механизма секреции Synechocystis

      3.3. Лидерные последовательности PilA и его гомологов

      3.4. Конструирование рекомбинантных штаммов Synechocystis и анализ секреции репортерного белка с синтезированными лидерными последовательностями

      3.4.1. Клонирование лидерных последовательностей

      3.4.2. Конструирование плазмид, содержащих репортерный ген lie? в трансляционной рамке с лидерными последовательностями

      3.4.3. Конструирование плазмид, содержащих licB и лидерные последовательности для трансформации клеток Synechocystis

      3.4.4. Проверка экспрессии гена lie? в клетках Е. coli

      3.4.5. Проверка секреции лихеназы в среду культивирования клетками Е. coli

      3.4.6. Проверка секреции лихеназы в среду культивирования клетками Е. coli с помощью гель-электрофореза секретируемых белков

      3.4.7. Конструирование рекомбинантных штаммов Synechocystis

      3.4.8. Проверка экспрессии гена lie? в клетках Synechocystis

      3.4.9. Проверка секреции лихеназы в среду культивирования трансформантами Synechocystis

Секреция белков является необходимым условием для поддержания жизненного цикла бактерий: для биосинтеза органелл, потребления питательных веществ, экспрессии факторов вирулентности. В большинстве случаев секреция белков сопряжена с образованием поверхностных структур, ответственных за клеточную подвижность, адгезию на поверхности клеток-мишеней и внедрение в клетки, сборку бактериофагов, а также играет значительную роль в таких процессах как передача генетической информации посредством конъюгации и естественной трансформации (Pegsly, 1993).

Отличительной особенностью Грам-отрицательных бактерий является необходимость переноса секретируемых белков как через цитоплазматическую или внутреннюю мембрану (ВнМ), так и через периплазматическую, внешнюю мембрану (ВМ). В большинстве случаев такой перенос осуществляется по Основному Секреторному Пути (ОСП). В соответствии с принятой терминологией секрецией называется любой из процессов проходящих по ОСП и обеспечивающих прохождение белков через внешнюю мембрану (Tranassi et al., 2000). Таким образом, секретируемыми являются белки, высвобождаемые во внеклеточное простанство, а также белки, которые после транслокации по ОСП остаются на клеточной поверхности или же образуют комплексы с компонентами клеточной поверхности (рис. 1). Секретируемые белки до момента их процессирования, т. е «отщепления» сигнальных пептидов, считаются пресекретируемыми белками или пребелками.

Цианобактерии секретируют разные белки и олигопептиды в окружающую среду (Hill et al., 1994; Hoiczyk & Baumeister, 1997; Hoiczyk & Baumeister, 1998). Эти белки выполняют различные функции — от внеклеточных нуклеаз и протеаз (Muro-Pastor et al., 1997; Ray et al., 1991; Takahashi et al.,.

1996) до строительного материала внемембранных структур (Engels et al.,.

1997). Некоторые из таких полипептидов используются в медицине и фармакологии как противоопухолевые и антивирусные препараты (Boyd et al., 1997; Esser et al., 1999; Mori et al., 1997). Цианобактерии являются удобными 6 объектами для биотехнологического культивирования, поскольку обладают высокими скоростями роста и устойчивостью к неблагоприятным факторам окружающей среды. Цианобактерия Еупескосузйз эр. РСС 6803 (далееЗупескосуяНя) широко используется в качестве объекта для изучения процессов фотосинтеза, стрессовых ответов, путей передачи стрессовых сигналов. Геном цианобактерии ЯупесИосухИх яр. РСС 6803 полностью секвенирован и информация о нуклеотидной последовательности доступна на сайте Интернет (http://www.kazusa.or.jp/cyano) (Капеко et а!., 1996). Однако до настоящего момента секреция белков клетками цианобактерии данного вида не исследовалась.

В связи с этим целью работы являлось изучение спектра секретируемых белков $>упе скосу.

В соответствии с целью работы были поставлены следующие задачи:

1. Идентифицировать белки, секретируемые цианобактерией 8упескосу^Ы в среду культивирования.

2. Определить нуклеотидные и аминокислотные последовательности лидерных пептидов, отвечающих за секрецию.

3. Сконструировать рекомбинантные штаммы цианобактерии 8упесюсу$й$ и провести анализ секреции репортерного белка с лидерными последовательностями секретируемых белков цианобактерии Бупескосуяй? и.

Внеклеточная среда Белковый слой /¡-£2—Ж. .ж. л.

Клеточная стенка.

Цитоплазматическая мембрана шш.

Цитоплазма Внеклеточная среда.

-^-^-^-7 шш щжш.

Цитоплазма.

Белковый слой.

Липополисахариды.

Внешняя мембрана.

Клеточная стенка и периплазма.

Цитоплазматическая мембрана.

Грам-положительные бактерии.

Грам-отрицательные бактерии.

Рисунок 1. Схематичное представление этапов Основного.

Секреторного пути в клетках Грам-положительных и Грам-отрицательных бактерий (Ри§ 81еу, 1993).

Отличительной особенностью Грам-отрицательных бактерий является необходимость переноса секретируемых белков как через цитоплазматическую мембрану, так и через внешнюю мембрану.

Секретируемыми являются белки, высвобождаемые во внеклеточное простанство, а также белки, которые после транслокации по ОСП остаются на клеточной поверхности или же образуют комплексы с компонентами клеточной поверхности. Секреция белков включает в себя этапы, показанные серыми и черными стрелками.

Движение экспортируемых белков (нецитоплазматических, но не внеклеточных) показано серыми стрелками.

ВЫВОДЫ:

1. Впервые идентифицированы семь белков, секретируемых клетками цианобактерии ЗупесИосуяНя зр. РСС 6803 в среду культивирования: 8 110 044, 8 111 694, 8 111 891, 81г0924, 81г0841, 81г0168 и 81г1855. Белок, 8 111 694 (РИА), определен как пилин, основной структурный компонент поверхностных пилей. Функции остальных секретируемых белков до конца не ясны.

2. Осмотический, солевой, низкои высокотемпературные стрессы, а также освещении светом высокой интенсивности ингибируют экспрессию большинства генов, кодирующих секретируемые белки, на уровне транскрипции и, вероятно, это ингибирование является основной причиной снижения количества секретируемых белков при различных стрессах.

3. Определены нуклеотидные и аминокислотные последовательности лидерных пептидов, отвечающих за секрецию идентифицированных секретируемых белков.

4. Получены рекомбинантные штаммы БупескосузШ, несущие репортерный гетерологичный белок лихеназу в трансляционной рамке с лидерными пептидами РИА и 81г2016, а также с синтетическими лидерными последовательностями, имеющими положительный и отрицательный суммарные поверхностные заряды.

5. Показана эффективная секреция гетерологичного репортерного белка с использованием положительно заряженных лидерных последовательностей. Положительный поверхностный заряд лидерного пептида является определяющим фактором эффективной секреция белка во внеклеточное пространство, когда как аминокислотная последовательность лидерного пептида для этой функции не значима.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

В ходе выполнения данной работы мы впервые исследовали спектр секретируемых белков цианобактерии Synechocystis sp. РСС 6803 и определили их N-терминальные аминокислотные последовательности. Таким образом были идентифицированы семь белков, обнаруженных в среде культивирования Synechocystis — S110044, S111694, S111891, Slr0924, Slr0841, Slr0168 и Slrl855.

Среди идентифицированных белков лишь функция одного PilA, кодируемого геном slll694, была определена экспериментально. Этот белок является основным структурным компонентом пилей, обеспечивающих движение и конъюгацию у цианобактерий (Bhaya et al., 1999; 2000; Yoshihara et al., 2001). Функции остальных секретируемых белков остаются до конца не ясными. Предположительно, S110044 участвует в фототаксисе, поскольку SU0044 является частью оперона, содержащего гены, вовлеченные в фототаксис. Инактивация sll0044 приводит к потере клетками положительного фототаксиса (Prof. Y.M. Park, Korea Basic Science Institute, личное сообщение). Белок Slr0168, возможно, является гликопротеином, ассоциированным с внешней мембраной Synechocystis. Белок Slr0924 может быть аналогом белка Tic22 внутренней мембраны хлоропластов, участвующего в транспорте белков через внутреннюю мембрану хлоропластов в люмен (Bhaya et al., 1999).

Анализ базы данных по аминокислотным и нуклеотидным последовательностям показал, что пять из семи идентифицированных секретируемых белков Synechocystis (S110044, Sil 1694, SU 1891, Slr0841 и Slr0924), предположительно, имеют сигнальные последовательности, т. е. синтезируются в виде пребелков. Сигнальные последовательности не проявляют между собой значительной гомологии и, более того, по аминокислотному составу не сходны с какими-либо другими известными белками.

Для изучения влияния различных стрессовых факторов на секрецию белков была предпринята попытка выделить секретируемые белки из среды культивирования клеток Synechocystis, подвергавшихся воздействию осмотического, солевого, низкои высокотемпературных стрессов, а также освещению светом высокой интенсивности. Однако, количество получаемых белков было очень низким и недостаточным для разделения электрофорезом и последующей идентификации. Мы предположили, что стрессовые условия могут вызывать ингибирование секреции белков или их трансляции, либо репрессию транскрипции соответствующих генов. Для того чтобы определить уровень регуляции, на котором происходит это ингибирование, было исследовано изменение количества мРНК восьми генов, кодирующих секретируемые белки в БупескосузИз под действием перечисленных выше стрессовых факторов. Осмотический стресс (0,5 М сорбит) приводил к снижению количества мРНК всех исследованных генов, за исключением гена $ 1г0924 и 8 111 891. Солевой стресс (0,5 М ЫаС1) вызывал практически полную репрессию всех генов секретируемых белков. Воздействие низких (20°С) и высоких (44°С) температур приводило к незначительной индукции гена я1г0924 и не оказывало влияния экспрессию гена 5 111 891. Детальное исследование экспрессии гена я111 694 (рИА), кодирующего пилин РИА, показало, что практически все стрессовые факторы ингибировали его экспрессию. Анализ воздействия осмотического, солевого, теплового и холодового стрессов на экспрессию генов, кодирующих возможные компоненты секреторного аппаратаупескосуьИь показал, что перечисленные выше стрессовые воздействия не оказывают значительного влияния на экспрессию этих генов. В то же время нельзя исключить ингибирующего действия стрессовых факторов на активность секреторного аппарата ЗупесНосуяйх. Таким образом, снижение количества секретируемых белков, вероятнее всего, является следствием ингибирования экспрессии генов этих белков, видимо, на уровне транскрипции. В то же время, нельзя исключить изменения времени жизни специфических транскриптов, а также снижения общего уровня трансляции и ингибирования активности секреторного аппарата под воздействием стрессовых факторов. Вероятно, наблюдаемое подавление транскрипции генов секретируемых белков связано с общим изменением направленности метаболизма в стрессовых условиях, когда энергетический потенциал клеток по крайней мере, в начальный период воздействия стресса) расходуется в основном на запуск генетических модулей, обеспечивающих адаптацию к тем или иным неблагоприятным факторам и выживание.

В геноме БупескосузШ обнаружено еще восемь белков неизвестной функции (8 111 695, 81г2015, 81г2016, 81г2017, 81г1928, 81г1929, 81г1456 и 81г1930), проявляющих гомологию с №концевой частью РИА на коротких участках и, соответственно, претендующих на функционирование в качестве препилинов. Тем не менее, результаты по секвенированию Ы-концевых участков секретируемых белков Яупескосуз^, свидетельствуют о том, что этих белков нет в среде культивирования, либо они присутствуют в минорных количествах.

Пили цианобактерий представляют собой многокомпонентный комплекс, состоящий из множества субъединиц (ВЬауа е1 а1., 2000; УозЫЬага а1., 2001). Поскольку последовательный направленный мутагенез 8 генов ЗупескосузШ, кодирующих белки, подобные препилинам (УозЫЬага е1 а1., 2001), показал функциональную значимость лишь одного гена, рИА1 (я111 694), мутации которого приводят к утрате клетками подвижности на агаризованной среде (ВЬауа е1 а1., 2000; УозЫИага а1., 2001), а среди идентифицированных белков, находящийся в среде культивирования клеток БупесНосузШ определен лишь один пилин РИА, процессированный из препилина, кодируемого геном рПА1, то, видимо, этот пилин и является основным структурным компонентом пилей Бупескосузиз. Возможно, другие пилеподобные белки присутствуют в среде культивирования в количествах, недостаточных для определения их >1-концевых последовательностей стандартным методом. Возможно также, что соответствующие этим потенциальным препилинам гены являются псевдогенами, или генами, которые не экспрессируются при оптимальных условиях роста.

Все перечисленные предполагаемые препилины имеют сигнальные последовательности для секреции наружу, которые не показывают высокой степени гомологии, но обладают выраженным положительным зарядом.

Для подтверждения предположения о том, что аминокислотная последовательность лидера не является значимой для секреции белка, а возможным фактором, определяющим способность белка к секреции является суммарный положительный заряд его сигнальной последовательности, была сконструирована серия рекомбинантных штаммов Synechocystis, несущих ген маркерного фермента licB, содержащий в аминоконцевой части четыре лидерные последовательности для секреции в среду культивирования. В качестве лидерных последовательностей были использованы лидерный пептид секретируемого белка Synechocystis РИА, лидерный пептид его близкого гомолога, гипотетического препилина Slr2016, и синтетические лидерные пептиды с разным аминокислотным составом и, соответственно, поверхностным зарядом. В качестве контроля был получен рекомбинант, содержащий репортерный белок без лидерной последовательности. Все лидерные последовательности были клонированы под контролем сильного промотора Ptcr вектора рТгс99А, обладающего высокой активностью как в клетках Е. coli, так и в клетках цианобактерий.

Трансформанты Synechocystis, содержащие лидерный пептид PilA, лидерный пептид Slr2016 и синтетический лидерный пептид, также обладающий положительным поверхностным зарядом, эффективно секретировали репортерный белок LicB в среду культивирования. Трансформант Synechocystis, несущий лидерную последовательность с отрицательным поверхностным зарядом и контрольный рекомбинант, содержащий репортерный белок без лидерной последовательности не секретировали лихеназу с среду культивирования. Более того, все попытки выделить секретируемые белки из среды культивировани штамма Synechocystis, содержащего отрицательно заряженный лидерный пептид оказались оказались безрезультатными, возможно, в результате блокирования ОСП отрицательно заряженным пептидом. Полученные результаты являются свидетельством того, что в клетках Synechocystis компоненты Основного Секреторного Пути «распознают» суммарный поверхностный заряд лидерных последовательностей секретируемых белков, по крайней мере пилинов, и являются неспецифичными к аминокислотной последовательности этих лидеров.

Показать весь текст

Список литературы

  1. М.Г., Семеиенко В. Е. (1962) Интенсивная культура одноклеточных водорослей. Москва.
  2. В.В. (1993) Изучение структуры гена лихеназы Clostridium termocellum Ф7 и характеристика продукта данного гена. Дисс. канд. биол. наук. ИМГ РАН, Москва.
  3. А.А. (2002) Роль механосенсорного канала MscL в восприятии стрессовых сигналов клетками Synechocystis. Дисс. канд. биол. наук. ИФР РАН, Москва.
  4. К.А., Голденкова И. В., Абдеев P.M., Кобетц Н. С., Пирузян Э. С. (2000) Получение и свойства делеционных вариантов Clostridium thermocellum. Биохимия 65: 1659−1665.
  5. Э.С., Шигапова Н. В., Кобец Н. С., Голденкова И. В., Лось Д. А. (2000) Репортер для исследования активности промоторов. Патент на изобретение № 2 147 035 RU от 27 марта 2000 г.
  6. Amann Е., Ochs В., and Abel KJ. (1988) Tightly regulated tac promoter vectors useful for the expression of unfused and fused proteins in Escherichia coli. Gene 69: 301−315.
  7. Awram P. and Smit J. (1998) The Caulobacter crescentus paracrystalline S-layer protein is secreted by an ABC transporter (typel) secretion apparatus. J. Bacterid. 180: 3062−3069.
  8. P. (1983) Detection of cellulase activity in polyacrylamide gels using Congo red-stained agar replicas. Anal. Biochem. 133 :333−336.
  9. Benz R., Maier E., and Gentschev I. (1993) TolC of Escherichia coli function as outer membrane channel. Int. J. Med. Microbiol. Virol. Parasitol. Infect. Dis. 278:187−196.
  10. Bhaya D., Bianco N.R., Bryant D., and Grossman A.R. (2000) Type IV pilus biogenesis and motility in the cyanobacterium Synechosystis sp. strain PCC6803. Mol. Microbiol. 37: 941−951.
  11. Bhaya D., Takahashi A., and Grossman A.R. (2001) Light regulation of type IV pilus-dependent motility by chemosensor-like elements in Synechosystis PCC6803. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 98: 7540−7545.
  12. Bhaya D., Watanabe N., Ogawa T., and Grossman A.R. (1999) The role of an alternative sigma factor in motility and pilus formation in the cyanobacterium Synechosystis ps. strain PCC6803. Microbiology 99: 3188−3193.
  13. Bilwes A.M., Alex L.A., Crane B.R., and Simon M.I. (1999) Structure of CheA, a signal-transducing histidine kinase. Cell 96: 131−141.
  14. Binet R., Lettoffe S., Ghigo J.M., Delepelaire P., and Wandersman C. (1997) Protein secretion by Gram-negative bacterial ABC exporters a review. Gene 192: 711.
  15. Bitter W., Koster M., Latijnhouwers M., de Cock H., and Tommassen J. (1998) Formation of oligomeric rings by XcpQ and PilQ, which are involved in protein transport across the outer membrane of Pseudomonas aeruginosa. Mol. Microbiol. 27: 209−219.
  16. Blocker A., Gounon P., Larquet E., Niebuhr K., Cabiaux V., Parsot C., and Sansonetti P. (1999) The tripartite type III secretion of Shigella flexneri inserts IpaB and IpaC into host membranes. J. Cell Biol. 147: 683−693.
  17. Bochkareva E.S., Solovieva M.E., and Girshovich A.S. (1998) Targeting of GroEL to SecA on the cytoplasmic membrane of Escherichia coli. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 95: 478−483.
  18. Bolter B., Soil J., Schulz A., Hinnan S., and Wagner R. (1998) Origin of chloroplast protein importer. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 95: 15 831−15 836.
  19. Boyd M.R., Gustafson K.R., McMahon J.B., Shoemaker R.H., O’Keefe B.R., Mori T.,
  20. Gulakowski R.J., Wu L., Rivera M.I., Laurencot C.M., Currens M.J.,
  21. Cardellina J.H., Buckheit R.W., Jr. Nara P.L., Pannell L.K., Sowder R.C. and122
  22. M.M. (1976) A rapid and sensitive method for the determination of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal. Biochem. 72: 248−254.
  23. B. (1996) An abundant cell-surface polypeptide is required for swimming by the nonflagellated marine cyanobacterium Synechococcus. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 93: 6504−6509.
  24. Braun P., Tommassen J., and Filloux A. (1996) Role of the propeptide in folding and secretion of elastate of Pseudomonas aeruginosa. Mol. Microbiol. 19: 297 306.
  25. Brok R., Van Gelder P., Winterhalter M., Ziese U., Koster A.J., de Cock H., and Koster M. (1999) The C-terminal domain of the Pseudomonas secretin XcpQ forms oligomeric rings with pore activity. J. Mol. Biol. 294: 1169−1179.
  26. D.L. (1999) Biochemistry of type IV secretion. Curr. Opin. Microbiol. 2: 25−29.
  27. Cheng L.W. and Schneewind O. (1999) Yersinia enterocolitica type III secretion: on the role of SycE in targeting Yop into HeLa cells. J. Biol. Chem. 274: 2 210 222 108.
  28. Chou M.M. and Kendall D.A. (1990) Polymeric sequences reveal a functional interrelationship between hydrophobicity and length of signal peptides. J. Biol. Chem. 265:2873−2880.
  29. Christie P.J., Ward J.E., Gordon M.P., and Nesater E.W. (1989) A gene require for transfer of T-DNA to plants encodes an ATPase with autophosphorylating activity. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86: 9677−9681.
  30. Crago A.M. and Koronakis V. (1998) Salmonella InvG forms a ring-like multimer that requires the InvH lipoprotein for outer membrane localization. Mol. Microbiol. 30: 47−56.
  31. Dalbey R.E. and G. von Heijne (1992) Signal peptidase in prokaryotes and eukaryotes a new protease family. Trends Biochem. Sci. 17: 474−478.
  32. Danese P.N. and Silhavy T.J. (1998) Targeting and assembly of periplasmic and outermembrane proteins in Escherichia coli. Annu. Rev. Genet. 32: 59−94.
  33. Dang T.A., Zhou X-R., Graf B., and Christie P.J. (1999) Dimerization of the Agrobacterium tumefaciens VirB4 ATPase and the effect of ATP-binding cassette mutations on the assembly and function of the T-DNA transporter. Mol Microbiol. 31: 1239−1253.
  34. Darzing A. and Russel M.A. (1997) Molecular genetic analysis of type-4 pilus biogenesis and twitching molility using Pseudomonas aeruginosa as a model system a review. Gene 192: 109−115.
  35. De Vrije T., Batenburg A.M., Killian J.A., and de Kruijff B. (1990) Lipid involvement in protein translocation in Escherichia coli. Mol. Microbiol. 4: 143−150.
  36. Deshnium P., Los D.A., Hayashi H., Mustardy L., and Murata N. (1995) Transformation of Synechococcus with the gene for choline oxidase enhances tolerance to salt stress. Plant. Mol. Biol. 19: 897−907.
  37. A. (1998). Bacterial preprotein translocase: mechanism and conformational dynamics of a processive enzyme. Mol. Microbiol. 27: 511 518.
  38. A. (1999) Following the leader: bacterial protein export through the Sec pathway. Trends Microbiol. 7: 315−320.
  39. Economou A., Pogliano J.A., Beckwith J., Oliver D.B., and Wickner W. (1995) SecA membrane cycling at SecYEG is driven by distinct ATP binding and hydrolysis events and is regulated by SecD and SecF. Cell 83: 1171−1181.
  40. Engels A., Kahmann U., Ruppel H.G., and Pistorius E.K. (1997) Isolation, partial characterization and localization of a dihydrolipoamide dehydrogenase from the cyanobacterium Synechocystis PCC 6803. Biochim. Biophys. Acta 1340: 33−44.
  41. Fekkes P. and Driessen A. (1999) Protein targeting to the bacterial cytoplasmic membrane. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 63: 161−173.
  42. Fekkes P., van der Does C., and Driessen A.J.M. (1997) Molecular chaperone SecB is released from the carboxy-terminus of SecA during initiation of precursor protein translocation. EMBO J. 16: 6105−6113.
  43. Fernandes L.A. and Berenguer J. (2000) Secretion and assembly of regular surface structure in Gram-negative bacteria. FEMS Microbiol. Rev. 24: 21−44.
  44. Fleischmann R.D., Adams M.D., and White O. (1995) Whole-genome random sequencing and assembly of Haemophilus influenzae. Science 269: 496−512.
  45. Forest K.T. and Tainer J.A. (1997) Type-4 pilus structure: outside to inside and top to bottom. Gene 192: 165−169.
  46. Fullner K.J., Lara J.C., and Nester E.W. (1996) Pilus assembly by Agrobacterium T-DNA transfer genes. Science 273: 1107−1109.
  47. Galan J.E. and Bliska J.B. (1996) Cross-talk between bacterial pathogens and their host cells. Annu. Rev. Cell Dev. Biol. 12: 221−225.
  48. Genin S. and Boucher C.A. (1994) A superfamily of proteins involved in different secretion pathways in gram-negative bacteria: modular structure and specificity of the N-terminal domain. Mol. Gen. Genet. 243: 112−118.
  49. D.P. (1987) Photosensory behavior in prokaryotes. Microbiol. Rev. 51: 1−21.
  50. Hanlon D.W., Rosario M.M., Ordal G.W., Venema G., and Van Sinderen D. (1994) Identification of TlpC, a novel 62 kDa MCP-like protein from Bacillus subtilis. Microbiology 140: 1847−1854.
  51. Heller R.A., Schena M., Shalon D., Bedilion T., Gilmore J., Woolley D.E., and Davis R.W. (1997) Discovery and analysis of inflammatory disease-related genes using cDNA microarrays. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 94: 2150−2155.
  52. Henderson I.R., Novarno-Garcia F., and Nataro J.P. (1998) The greate escape: structure and function of the autotransporter proteins. Trends Microbiol. 6: 370−378.
  53. Henderson I.R., Capello R., and Nataro J.P. (2000) Autotransporter proteins, evolution and reading protein secretion. Trends Microbiol. 8: 534−535.
  54. Henderson I.R., Nataro J.P., Kaper J.B., Meyer T.F., Farrand S.K., Burns D.L., and Finlay B.B. (2000) Renaming protein secretion in the Gram-negative bacteria. Trends Microbiol. 8: 352.
  55. Hill D.R., Hladun S.L., Scherer S., and Potts M. (1994) Water stress proteins of Nostoc commune (Cyanobacteria) are secreted with UV-A/B-absorbing pigments and associate with 1,4-beta-D-xylanxylanohydrolase activity. J. Biol. Chem. 269: 7726−7734.
  56. Hoiczyk E. and Baumeister W. (1995) Envelop structure of four gliding filamentous cyanobacteria. J. Bacteriol. 177: 2387−2395.
  57. Hoiczyk E. and Baumeister W. (1997) Oscillin, an extracellular, Ca2±binding glycoprotein essential for the gliding motility of cyanobacteria. Mol. Microbiol. 26: 699−708.
  58. Hoiczyk E. and Baumeister W. (1998) The junctional pore complex, a prokaryotic secretion organelle, is the molecular motor underlying gliding motility in cyanobacteria. Curr. Biol. 8: 1161−1168.
  59. Hu N.T., Lee P.F., and Chen C. (1995) The type-IV pre-pilin leader peptidase of Xanthamonas campestris pv. campestris is functional without conserved Cys residues. Mol. Microbiol. 18: 769−777.
  60. C.J. (1998) Type III protein secretion system in bacterial pathogens of animals and plants. Microbiol. Molec. Biol. Rev. 62: 379−433.
  61. Hultgren S.J. and Normark S. (1991) Biogenesis of the bacterial pilus. Curr. Opin. Genet. Dev. 1:313−318.1.ard J.W. and Kendall D.A. (1994) Signal peptides: exquisitely designed transport promoters. Mol. Microbiol. 13: 765−773.
  62. Jacob-Dubuisson F., Striker R., and Hultgren S.J. (1994) Chaperon-assisted self1 assembly of pili independet of cellular energy. J. Biol. Chem. 269: 1 244 712 455.
  63. Johnson J.M. and Church G.M. (1999) Alignment and structure prediction of divergent protein familes: periplasmic and outer membrane proteins of bacterial efflux pumps. J. Mol. Biol. 287: 695−715.
  64. Jones C.H., Danese P.N., Pinkner J.S., Silhavy T.J., and Hultgren S.J. (1997) The chaperone-assisted membrane release and folding pathway is sensed by two signal translocation system. EMBO J. 16: 6393−6406.
  65. Kaneko T., Sato S., Kotani H., Tanaka A., Asamizu E., Nakamura Y., Miyajima N.,
  66. Hirosawa M., Sugiura M., Sasamoto S., Kimura T., Hosouchi T., Matsuno A.,
  67. Muraki A., Nakazaki N., Naruo K., Okumura S., Shimpo S., Takeuchi C.,
  68. Wada T., Watanabe A., Yamada M., Yasuda M., and Tabata S. (1996)127
  69. Sequence analysis of the genome of the unicellular cyanobacterium Synechocystis sp. strain PCC6803. II. Sequence determination of the entire genome and assignment of potential protein-coding regions. DNA Res. 3: 109−136.
  70. Kaway E., Akatsuka H., Idea A., Shibatani T., and Omori K. (1998) Serratia marcescens S-layer protein is secreted extracellulary via an ATP-binding cassette exporter, the Lip system. Mol. Microbiol. 27: 941−952.
  71. Kiseleva L.L., Serebriiskaya T.S., Horvath I., Vigh L., Lyukevich A.A., and Los D.A. (2000) Expression of the gene for the A9 acyl-lipid desaturase in thermophilic cyanobacterium. J. Mol. Microbiol. Biotechnol. 2: 331−338.
  72. Klause T., Pohlen J., and Meyer T.F. (1990) Extracellular transport of chlorella toxin B subunit using Neisseria IgA protease p-domain:conformation-dependent outer membrane translocation. EMBO J. 9: 1991−1999.
  73. R. (2001) The role of bacterial pili in protein and DNA translocation. Trends Microbiol. 9: 586−590.
  74. Koronakis V., Li J., Koronakis E., and Stauffer K. (1997) Structure of TolC, the outer membrane component of the bacterial type I efflux system, derived from two-dimensional crystals. Mol. Microbiol. 23: 617−626.
  75. Koster M., Bitter W., de Cock H., Allaoui A., Cornelis G.R., and Tommassen J. (1997) The outer membrane component, YscC, of the Yop secretion machinery of Yersinia enterocolitica forms a ring-shaped multimeric complex. Mol. Microbiol. 26: 789−797.
  76. Kubori T., Matsushima Y., Nakamura D., Uralil J., Lara-Tejero M., Sukhan A., and Galan J.E. (1998) Supramolecular structure of the Salmonella typhimurium type III protein secretion system. Science 280: 602−605.
  77. Marciano D.K., Russel M., and Simon S.M. (1999) An aqueous channel for filamentous phage export. Science 284: 1516−1519.
  78. Maurer J., Jose J., and Meyer T.F. (1999) Characterization of the essential transport function of the AIDA-I autotransporter and evidence supporting structural prediction. J. Bacteriol. 181: 7014−7020.
  79. Meyer T.H., Menetret J.F., Breitling R., Miller K.R., Akey C.W., and Rapoport T.A. (1999) The bacterial SecY/E translocation complex forms channel-like structures similar to those of the eukaryotic Sec61p complex. Mol. Biol. 285: 1789−1800.
  80. Muro-Pastor A.M., Herrero A., and Flores E. (1997) The nuiA gene from Anabaena sp. encoding an inhibitor of the NucA sugar-non-specific nuclease. J. Mol. Biol. 268: 589−598.
  81. Neyt C. and Cornelis G.R. (1999) Insertion of a Yop translocation pore into the macrophage plasma membrane by Yersinia enterocolitica: requirement for translocators YopB and YopD, but not LcrG. Mol. Microbiol. 33: 971−981.
  82. Nooman B. and Trust T.J. (1995) Molecular analysis of an A-protein secretion mutant of Aeromonas salmonicida reveals a surface layer-specific protein secretion pathway. J. Mol. Biol. 248: 316−327.130
  83. Nouwen N., Ranson N., Saibil H., Wolpensinger B., Engel A., Ghazi A., and Pugsley A.P. (1999) Secretin PulD: association with pilot PulS, structure and ion-conducting channel formation. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 8173−8177.
  84. Nunn D.N. and Lory S. (1991) Product of the Pseudomonas aeruginosa gene pilD is a prepilin leader peptidase. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 88:3281−3285.
  85. Okamoto S. and Ohmori M. (1999) Analysis of cyanobacterial motility in Synechosystis PCC6803. Plant Cell Physiol. Suppl. 40: 135.
  86. Paetzel M., Dabley R.E., and Strynadka N.C. (1998) Crystal structure of a bacterial signal peptidase in complex with a beta-lactam inhibitor. Nature 396: 186 190.
  87. Paranchych W. and Frost L. (1998) The physiology and biochemistry of pili. Adv. Microbiol. Physiol. 29: 53−114.
  88. Piruzian E.S., Monzavi-Karbassi B., Darbinian N.S., Goldenkova I.V., Kobets N.S., and Mochulsky A.V. (1998) The use of a thermostable p-glucanase gene from Clostridium thermocellum as a reporter gene in plants. Mol. Gen. Genet. 257: 561−567.
  89. Pizza M., Bugnoli M., Manetti R., Covacci A., and Rappuoli R. (1990) The subunit SI is important for pertussis toxin secretion. J. Biol. Chem. 265: 1 775 917 763.
  90. A.P. (1993) The complete general secretory pathway in Gram-negative bacteria. Microbiol. Rev. 57: 50−108.
  91. Pugsley A.P., Francetic O., Possot O.M., Sauvonnet N., and Hardie K.R. (1997) Recent progress and future directions in studies of the main terminal branch of the general secretory pathway in Gram-negative bacteria — a review. Gene 192:13−19.
  92. Ray J.M., Bhaya D., Block M.A. and Grossman A.R. (1991) Isolation, transcription, and inactivation of the gene for an atypical alkaline phosphatase of Synechococcus sp. strain PCC 7942. J. Bacteriol. 173: 4297−4309.
  93. Reumann S., Davila-Aponte J., and Keegstra K. (1999) The evolutionary origin of the protein-translocating channel of chloroplastic envelope membranes: identification of a cyanobacterial homolog. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 784−789.
  94. M. (1998) Macromolecular assembly and secretion across the bacterial cell envelope: type II protein secretion system. J. Mol. Biol. 279: 485−499.
  95. Sambrook J., Fritsch E.T., and Maniatis T. (1989) Molecular cloning. A Laboratory Manual. 2nd edition. Cold Spring Harbor. Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY.
  96. Sandkvist M., Bagdasarian M., Howard S.P., and DiRita V.J. (1995) Interaction between the autokinase EpsE and EpsL in the cytoplasmic membrane is required for extracellular secretion in Vibrio cholerae. EMBO J. 14: 16 641 673.
  97. Sauer F.G., Futterer K., Pinkner J.S., Dobson K.W., Hultgren S.J., and Waksman G. (1999) Structure basis of shaperone function and pilus biogenesis. Science 285: 1058−1061.
  98. Saulino E.T., Tranassi D.G., Pinkner J.S., and Hultgren S.J. (1998) Ramification of kinetic partitioning on usher-mediated pilus biogenesis. EMBO J. 17: 21 772 185.
  99. Schimming S., Schwarz W.H., and Staudenbauer W.L. (1991) Properties of a thermoactive (3−1,3−1,4-glucanase (lichenase) from Clostridium thermocellum expressed in Escherichia coli. Biochem. Biophys. Res. Commun. 177: 447 452.
  100. Schimming S., Schwarz W.H., and Staudenbauer W.L. (1992) Structure of the
  101. Clostridium thermocellum gene licB and the encoded (3−1,3−1,4-glucanase. A132catalytic region homologous to Bacillus lichenases joined to the reiterated domain of clostridial cellulases. Eur. J. Biochem. 204: 13−19.
  102. Snyders S., Ramamurthy V., and Oliver D. (1997) Identification of a region of interaction between Escherichia coli SecA and SecY proteins. J. Biol. Chem. 272: 11 302−11 306.
  103. Soto G.E., Dodson K.W., Ogg D., Lui C., Heuser J., Knight S., and Kihlberg J. (1998) Periplasmic chaperone recogniton motif of subunits mediates quaternary interaction in the pilus. EMBO J. 17: 6155−6167.
  104. A. (1999) Gliding molility in bacteria: Insight from studies of Myxococcus xanthis. Microbiol. Miol. Biol. Rev. 63: 621−641.
  105. Stanier R.Y., Kunisawa R., Mandel M., and Cohen-Bazire G. (1971) Purification and properties of unicellular blue-green algae (order Chroococcales). Bacteriol. Rev. 35: 171−205.
  106. Strom M.S., Nunn D., and Lory S. (1991) Multiple roles of the pilus biogenesis protein pilD: involvments of pilD in excretion of enzymes from P. aeruginosa. J. Bacteriol. 173: 1175−1180.
  107. Strom M.S. and Lory S. (1993) Structure-function and biogenesis of the type IV pili. Annu. Rev. Microbiol. 47: 565−596.
  108. Strom M.S., Bergman P., and Lory S. (1993) Identification of active-site Cys in the conserved domain of PilD, the bifunctional type-IV pilin leader peptidase/N-Mtase of Pseudomonas aeruginosa. J. Biol. Chem. 268: 15 788−15 794.
  109. Strom M.S., Nunn D.N., and Lory S. (1994) Posttranslational processing of type IV prepilin and homologs by PilD of Pseudomonas aeruginosa. Methods Enzymol. 235: 527−540.
  110. Suzuki T., Lett M.C., and Sasawaka C. (1995) Extracellular transport of VirG protein in Shigella. J. Biol. Chem. 270: 30 874−30 880.
  111. Teather R. and Wood P. (1982) Appl. Environm. Microbiol. 43: 777−780.
  112. Thompson S.A., Shedd O.L., Ray K.C., Beins M.H., Jorgensen J.P., and Blaser MJ. (1998) Campylobacter fetus surface layer proteins are transported by a type I secretion system. J. Bacteriol. 180: 6450−6458.
  113. Thorstenson Y.R., Kuldau G.A., and Zambryski P.C. (1993) Subcellular localization of seven VirB proteins of Agrobacterium tamefaciens: implications for the formation of a T-DNA transport structure. J. Bacteriol. 176: 5233−5241.
  114. Tranassi D.G. and Hultger SJ. (2000) Muiltiple pathway allow protein secretion across the bacterial outer membrane. Curr. Opin. Cell Biol. 12: 420−430
  115. Tranassi D.G., Saulito E.T., and Hultger S.J. (1998) The chaperone/usher pathway: a major terminal branch of the general secretory pathway. Curr. Opin. Microbiol. 1:223−231.
  116. Vaara T. and Vaara M. (1988) Cyanobacterial fimbriae. Methods Enzymol. 167:189.195.
  117. Valent Q.A., Kendall D.A., High S., Kusters R., Oudega B., and Luirink J. (1995) Early events in preprotein recognition in E. coli: interaction of SRP and trigger factor with nascent polypeptides. EMBO J. 14: 5494−5505.
  118. Valent Q.A., Scotti P.A., High S., de Gier J.W., von Heijne G., Lentzen G., Wintermeyer W., Oudega B., and Luirink J. (1998) The Escherichia coli SRP and SecB targeting pathways converge at the translocon. EMBO J. 17: 25 042 517.
  119. Veiga E., de Lorenzo V., and Fernandez A. (1999) Probing secretion and translocation of a (J-autotransporter using a reporter single-chain Fv as a cognate passenger domain. Mol. Microbiol. 33: 1232−1243.
  120. Von Heijne G. (1985) Signal sequences. The limits of variation. J. Mol. Biol. 184: 99−105.
  121. Waterbary J.B., Willey J.M., Franks D.G., Valois F.M., and Watson S.W. (1985) A cyanobacterium capable of swimming motility. Science 230: 74−76.
  122. Wattiau P. and Cornelis G.R. (1993) SycE, a chaperone like protein of Yersinia enterocollitica involved in the secretion of YopE. Mol. Microbiol. 8: 123−131.
  123. Watts T.H., Kay C.M., and Paranchych W. (1983) Spectral properties of three quaternary arrangements of Pseudomonas pilin. Biochemistry 22: 3640−3646.
  124. Weiss A.A., Johnson F.D., and Burns D.L. (1993) Molecular characterization of an operon required for pertussis toxin secretion. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 90: 2970−2974.
  125. Williams J.G.K. (1988) Construction of specific mutations in photosystem II photosynthetic reaction center by genetic engineering methods in Synechocystis 6803. Methods Enzymol. 167: 766−778.
  126. Woestyn S., Sory M.P., Boland A., Laquenne J., and Cornelis G.R. (1996) The cytosolic SycE and SycH chaperons of Yersinia protect the region of YopE and YopH involved in translocation across eukaryotic cell membranes. Mol. Microbiol. 20: 1261−1271.
  127. Ye R.W., Tao W., Bedzyk L., Young T., Chen M., and Li L. (2000) Global gene expression profiles of Bacillus subtilis grown under anaerobic conditions. J. Bacteriol. 182: 4458−4465.
  128. Young G.M., Schmiel D.H., and Miller V.L. (1999) A new pathway for the secretion of virulence factor by bacteria: the flagella export apparatus functions as a protein-secretion system. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 96: 6456−6461.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!