Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Разработка биосовместимого композиционного матриксного гидрогеля для реконструктивной терапии травм центральной нервной системы

Диссертация: Разработка биосовместимого композиционного матриксного гидрогеля для реконструктивной терапии травм центральной нервной системы
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

Восстановление утраченных функций спинного и головного мозга существующими фармакологическими средствами не представляется возможным из-за очень низкой способности нервной ткани к регенерации. В области травмы спинного мозга формируется плотный глио-мезодермальный рубец, который вместе с биохимическими ингибирующими факторами препятствует росту регенерирующих аксонов (Брюховецкий А.С., 2010… Читать ещё >

Разработка биосовместимого композиционного матриксного гидрогеля для реконструктивной терапии травм центральной нервной системы (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • СПИСОК СОКРАЩЕНИЙ
  • 1. ОБЗОР ЛИТЕРАТУРЫ
    • 1. 1. Структура и функции внеклеточного матрикса
    • 1. 2. Взаимодействие внеклеточного матрикса и клеток
    • 1. 3. Особенности внеклеточного матрикса ниш стволовых клеток
    • 1. 4. Матрикс-опосредованное управление ростом и дифференцировкой клеток
    • 1. 5. Внеклеточный матрикс центральной нервной системы
    • 1. 6. Искусственные матриксные материалы для нейротрансплантации
    • 1. 7. Реконструктивная терапия спинальных травм
  • 2. МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ
    • 2. 1. Выделение и очистка биополимеров — компонентов матриксных материалов
      • 2. 1. 1. Получение и анализ модифицированных пектинов
      • 2. 1. 2. Выделение коллагена I типа
      • 2. 1. 3. Выделение и очистка димеров коллагена IV типа
      • 2. 1. 4. Маркирование NCl-гексамеров коллагена IV флуоресцеина-5-изотиоцианатом
      • 2. 1. 5. Определение содержания белка микробиуретовым методом
      • 2. 1. 6. Анализ белковых препаратов с помощью гель-электрофореза в присутствии додецилсульфата натрия (ДСН) 40 2.1.7- Исследование морфологии молекул биополимеров методом атомно-силовой микроскопии
    • 2. 2. Приготовление матриксных материалов
      • 2. 2. 1. Приготовление матриц на стеклянной подложке
      • 2. 2. 2. Приготовление матриксных материалов в форме гидрогелей
      • 2. 2. 3. Приготовление коллагеновых мембран
    • 2. 3. Исследование свойств матриксных материалов in vitro
      • 2. 3. 1. Получение и культивирование нейральных стволовых клеток
      • 2. 3. 2. Культивирование нейральных стволовых клеток на поверхности матриксных материалов
    • 2. 4. Исследование свойств матриксных материалов in vivo
      • 2. 4. 1. Подкожная имплантация матриксных материалов
      • 2. 4. 2. Имплантация матриксных гидрогелей в качестве консолидирующих субстратов в модели травмы спинного мозга
  • 3. РЕЗУЛЬТАТЫ
    • 3. 1. Физико-химические свойства компонентов матриксных материалов
      • 3. 1. 1. Анализ препаратов модифицированных пектинов
      • 3. 1. 2. Анализ препарата коллагена I типа
      • 3. 1. 3. Анализ препарата NCl-гексамеров коллагена IV
    • 3. 2. Исследование функциональных свойств компонентов матриксных материалов
      • 3. 2. 1. Анализ поведения нейральных стволовых клеток на полисахаридных и белковых субстратах
      • 3. 2. 2. Анализ поведения нейральных стволовых клеток при культивировании на микроструктурированных матрицах
    • 3. 3. Разработка композиционного матриксного материала
    • 3. 4. Свойства матриксных гидрогелей in vitro
    • 3. 5. Исследование биосовместимости биополимерных матриксов in vivo
    • 3. 6. Исследование функциональных свойств матриксных гидрогелей на модели
    • 4. 1. Модифицированные пектины обратимо ингибируют дифференцировку нейральных стволовых клеток в культуре
    • 4. 2. Использование микроструктурированных матриксных материалов для создания имплантируемых конструкций и анализа свойств биополимеров in vitro
    • 4. 3. Разработка композитного матриксного гидрогеля
    • 4. 4. Гидрогели на основе пектинов и коллагенов являются биосовместимыми медленно деградируемыми матриксными композициями
    • 4. 5. Имплантация композиционого гидрогеля в качестве консолидирующего субстрата в модели острой травмы спинного мозга способствует нейрорегенерации травмы спинного мозга
  • 4. обсуждение

Актуальность. Травматические повреждения центральной нервной системы (ЦНС) является причиной значительных изменений в качестве жизни человека. Это касается не только основных физиологических процессов (нарушение двигательных функций, функции тазовых органов, дыхательной, сердечно-сосудистой системы, трофических нарушений), но и кардинальным образом изменяет качество жизни пациента, его семьи, требует адаптации к совершенно новым социальным, экономическим, профессиональным и юридическим условиям существования.

Значительную долю среди травм ЦНС занимают травматические повреждения спинного мозга (ТПСМ). Исследование эпидемиологии травмы спинного мозга в период с 1995 по 2006 гг. выявило от 10 до 83 случаев на 1 млн. жителей в мире (Wyndaele, Wyndaele, 2006). В Соединенных штатах эта цифра составляет около 40 случаев на миллион, примерно 10−15 тыс. случаев в год (National Spinal Cord Injury Statistical Center).

В России наблюдается неуклонный рост доли повреждений спинного мозга в структуре сочетанной травмы. По данным М. А. Леонтьева (Леонтьев, 2003), за последние 70 лет количество больных с позвоночно-спинномозговой травмой (ПСМТ) возросло в 200 раз, и в России ее ежегодно получают более 8 тыс. человек. В 10—12% случаев травма спинного мозга затрагивает два и более уровней, множественные повреждения встречаются у 34% (Гринь, Яриков, 2000). Таким образом, поиск новых средств для лечения и реабилитации спинальных больных является актуальной задачей.

Восстановление утраченных функций спинного и головного мозга существующими фармакологическими средствами не представляется возможным из-за очень низкой способности нервной ткани к регенерации. В области травмы спинного мозга формируется плотный глио-мезодермальный рубец, который вместе с биохимическими ингибирующими факторами препятствует росту регенерирующих аксонов (Брюховецкий А.С., 2010). За последние годы появилось много экспериментальных работ, посвященных исследованиям восстановительной терапии тяжелых повреждений спинного мозга с помощью замещения дефекта различными клеточными трансплантатами. Изучают возможность трансплантации клеток нервной ткани: нейральные стволовые клетки (Ogawa et al., 2002), эмбриональные и феталь-ные нервные ткани (Iwanami et al., 2005) — фрагменты периферических нервов (Aguayo et al., 1982; Cheng et al., 1996), шванновские клетки (Duncan et al., 1981; Kohama et al., 2001; Agudo et al., 2008), обкладочные обонятельные клетки (Li et al., 1997; Lu et al., 2002; Lima et al., 2006; Lima et al., 2010). Также активно исследуются различные типы стволовых клеток ненервного происхождения — стволовые клетки красного костного мозга (Sykova et al., 2006; Zurita et al., 2008), гемапоэтические стволовые клетки (Брюховецкий, 2010), клетки пуповинной крови (Park et al., 2011), индуцированные стволовые клетки (Salewski et al., 2010). Часть испытаний находится лишь на этапе экспериментальных исследований, в то время как другие уже перешли к стадии клинических испытаний (Feron et al., 2005; Mackay-Sim, John, 2011 — OECs). Однако общей проблемой, возникающей при трансплантации любого типа клеток в область дефекта спинного мозга, является их массовая гибель из-за крайне агрессивной среды, в которую они попадают (Zhong et al., 2010). Сегодня многие ученые сходятся во мнении, что для того чтобы обеспечить жизнеспособность, клетки необходимо трансплантировать вместе с матриксом (Eberly, 2011). Матрикс в составе тканеинженерной конструкции выполняет несколько функций: физически восстанавливает целостность мозга, создает благоприятную среду для имплантированных клеток, служит системой адресной доставки лекарств (противовоспалительных агентов, нейтротрофических факторов) (Straley et al., 2010).

В связи с этим в качестве перспективных инструментов управляемого реконструктивного нейрогенеза рассматривается использование различных биодеградируемых полимерных имплантатов, выполняющих сложную формообразующую, заместительную и трофическую, а также индукторную роль в реализации репаративных процессов. В качестве имплантатов используют природные полимеры: гиалуроновая кислота (Wei et al., 2010; Park et al., 2010b), коллаген (Li et al., 2009; Yoshii et al., 2009; Брюховецкий и др., 2008) матригель (Pinzon et al., 2001; Xiao et al., 2005) — синтетические материалы: полиакриловая кислота (Hejcl et al., 2008; Woerly et al., 2004), полимолочная кислота (Baumann et al., 2010), поли-этиленгликоль (Luo, Shi, 2007). В экспериментах по реконструкции спинного мозга матрикс имплантируют как самостоятельный матрикс или как основу для тканеинженерной конструкции. Вместе с матриксом в область дефекта спинного мозга имплантируют клетки нервной ткани — шванновские, обкладочные обонятельные, эмбриональные, гемапоэтические стволовые.

Несмотря на большое число экспериментальных исследований, посвященных реконструктивной терапии спинного мозга, использование самых разнообразных природных и синтетических полимеров, их модификацию, оптимальный матрикс для регенерации спинного мозга не разработан. Природные полимеры обладают слишком быстрой деградацией, в результате в области травмы формируется плотный соединительнотканный рубец, который не могут преодолеть аксоны (Marchand, Woery, 1990). Синтетические полимеры не способны в полной мере имитировать естественный внеклеточный матрикс даже при условии их модификации адгезионными сайтами. Поэтому в данный момент исследования в области разработки полимерных матриксов для реконструкции спинного мозга направлены на поиск таких материалов, которые будут способны поддерживать рост регенерирующих аксонов, дифференцировку имплантированных клеток во все типы и при этом сохраняться в области травмы длительный срок, достаточный для восстановления собственных тканей реципиента.

Такими материалами, по нашему мнению, могут стать композиционные материалы на основе растительных углеводов и животных белков. Растительные углеводы близки к животным по своей структуре и общим свойствам, таким как способность образовывать высокогидрофильное основное вещество внеклеточного матрикса. Однако ввиду отсутствия в организме животных специфических ферментов, этот матрикс будет медленно деградируе-мым. Включение белковых компонентов придаст матриксу адгезионные и индукторные свойства, будет способствовать росту аксонов и восстановлению функций спинного мозга.

Целью данной работы явилась разработка имплантируемых биосовместимых мат-риксных гидрогелей для реконструктивной терапии травм центральной нервной системы.

Для достижения цели были поставлены следующие задачи:

1. Получить и охарактеризовать препараты биополимеров внеклеточного матрикса, пригодные для создания биосовместимых композиционных матриксных гидрогелей медицинского назначения.

2. Провести первичную оценку свойств препаратов биополимеров на культурах ней-ральных стволовых клеток эмбрионального мозга крыс.

3. Апробировать получение микроструктурированных матриксных материалов с помощью оригинальной микроинжекторной установки.

4. Разработать состав и схему приготовления имплантируемого композиционного матриксного гидрогеля для реконструктивной терапии спинальной травмы.

5. Провести оценку биосовместимости композиционного матриксного гидрогеля.

6. Оценить возможность использования разработанного композиционного матрикса на модели острой спинальной травмы крыс в качестве консолидирующего нейро-репаративного геля, имплантируемого при реконструкции мозга в области травматического повреждения.

Положения, выносимые на защиту.

1. Препараты модифицированных пектинов являются перспективным биоискусственным внеклеточным матриксом, который подавляет спонтанную дифференцировку нейральных стволовых клеток в культуре, сохраняя клетки, способные к дальнейшему росту и дифференцировке, что представляет интерес для биомедицинских клеточных технологий.

2. Композиционный гидрогель на основе препаратов модифицированного пектина, коллагена I типа, ЫС1-гексамеров коллагена IV типа является биосовместимым матриксным материалом, перспективным для применения в качестве консолидирующего нейроре-паративного геля в реконструктивной терапии травм центральной нервной системы.

Научная новизна. В работе продемонстрирована возможность применения стандартизованных препаратов модифицированных пектинов в качестве компонентов матриксных материалов, поддерживающих жизнеспособность нервных клеток, и, в сочетании с другими компонентами, способствующих восстановлению нервных проводников при имплантации в область острой травмы спинного мозга. Для создания имплантируемых композиционных матриксных гидрогелей впервые использованы препараты ЫС1-гексамеров коллагена IV типа птиц, для которых продемонстрирована предпочтительная адгезия и направленный рост культивируемых нейральных стволовых клеток эмбрионального мозга крыс. На основе модифицированных пектинов, ЫСЛ-гексамеров коллагена IV типа и коллагена I типа с помощью оригинальной установки многоканального инжекторного напыления разработаны микроструктурированные матрицы, способные направлять рост культивируемых нейральных клеток. Разработаны оригинальные имплантируемые композиционные матриксные гидрогели, способствующие восстановлению проводниковых функций мозга, исследованные на модели острой спинальной травмы крыс.

Теоретическая и практическая значимость. Данные, полученные в работе, имеют теоретическую значимость для понимания процессов взаимодействия клеток и внеклеточного матрикса, а также пролиферации и дифференцировки клеток, опосредованные этими взаимодействиями. Практическая ценность работы заключается в разработке состава и способа приготовления матриксных гидрогелей, перспективных для применения в регенеративной медицине на этапах культивирования стволовых клеток и в качестве имплантатов для лечения заболеваний и травм нервной системы. Были разработаны лабораторные регламенты получения биополимеров — компонентов матриксных материалов и лабораторный регламент получения композиционного матриксного гидрогеля. Разработанные материалы прошли первичные доклинические испытания, показавшие их безопасность и эффективность, и могут быть рекомендованы лля дальнейшего изучения в качестве матриксных материалов в области регенеративной медцины.

Апробация работы и публикации. Результаты исследований были представлены на Международной научно-практической конференции «Высокие технологии, фундаментальные и прикладные исследования в физиологии и медицине» (23−26 октября 2010 г., Санкт-Петербург), Всероссийской научной конференции «Регенеративная биология и медицина» (14−15 октября 2011 г., Москва), Школе-конференции для молодых ученых «Клеточные технологии для регенеративной медицины» (17−21 октября 2011 года, Санкт-Петербург), годичных научных конференциях ИБМ ДВО РАН (2009;2011 гг.).

По результатам исследований опубликовано 10 печатных работ по теме диссертации. Из них 7 публикаций в рецензируемых периодических изданиях, рекомендованных ВАК для опубликования материалов диссертаций, 4 публикации из которых являются полнотекстовыми статьями, содержащими оригинальные иллюстративные материалы, которые представляют основные результаты диссертационной работы.

Структура и объем работы. Диссертация состоит из введения, 4 глав, выводов и списка литературы. Работа изложена на 130 страницах печатного текста, иллюстрирована 29 рисунками и содержит 5 таблиц.

Список литературы

включает 228 источников.

выводы.

1. Получены и охарактеризованы препараты биополимеров, пригодные для создания имплантируемых композиционных матриксных гидрогелей. NCl-гексамеры коллагена IV цыпленка, коллаген I и модифицированные пектины впервые использованы совместно для изготовления биосовместимых композиционных матриксных препаратов медицинского назначения.

2. Препараты модифицированных пектинов со степенью этерификации 1,2%, 27,4% и.

52,0%, использованные в качестве однокомпонентного матрикса для культивирования клеток, подавляют спонтанную дифференцировку нейральных стволовых клеток, сохраняя культуры, способные к дальнейшему росту и дифференцировке на субстрате NCl-гексамеров коллагена IV цыпленка.

3. С помощью микроинжекторной установки получены лабораторные образцы микроструктурированных матриксных материалов на основе препаратов коллагена I типа, NCl-гексамеров коллагена IV типа и модифицированного пектина со степенью этерификации 27.4%. Нейральные клетки эмбрионального мозга крыс при культивировании на микроструктурированных матрицах локализуются вдоль треков NCl-гексамеров коллагена IV цыпленка, предпочитая его в качестве субстрата.

4. Разработан лабораторный регламент получения имплантируемого композиционного матрикса в форме гидрогеля, предназначенного в качестве консолидирующего субстрата для реконструктивной терапии травм мозга, на основе препаратов коллагена I, NC1 гексамеров коллагена IV и модифицированного пектина со степенью этерификации 27.4%.

5. Установлена биосовместимость композиционного матрикса in vitro при культивировании нейральных прогениторных клеток и in vivo на экспериментальной модели при подкожной имплантации крысам.

6. Имплантация разработанного композиционного матриксного материала в область повреждения на модели острой травмы спинного мозга крыс способствует восстановлению двигательной активности животных в среднем до 8,5±3,3 баллов по шкале оценки локомоторной активности «ВВВ».

7. Консолидирующий матрикс сохраняется в области травматического повреждения не менее 3 месяцев после экспериментальной травмы, препятствует развитию плотной посттравматической капсулы и способствует регенерации проводящих элементов спинного мозга.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

.

Проведено исследование, посвященное разработке композиционных материалов в форме гирогелей, перспективных для применения в тканевой инженерии в качестве матрицы-носителя и субстрата для культивирования клеток. Проведен поиск и анализ информации, посвященной матриксным материалам, применяемым в области тканевой инженерии. На основании теоретических исследований были выбраны биополимеры, перспективные для создания композиционных матриксных материалов. Выделены, очищены и охарактеризованы препараты модифицированных пектинов, препарат коллагена I, препарат NC1-гекссамеров коллагена IV. Исследованы функциональные свойства компонентов матриксных материалов на культурах стволовых клеток. На основании предварительных экспериментов были выбраны 3 компонента и разработана технология получения композиционного матриксного материала в форме гидрогеля. Матриксные материалы в форме гидрогелей были протестированы in vitro на культурах нейральных стволовых клеток. Была показана способность композиционного гидрогеля поддерживать жизнеспособность, размножение и рост отростков нейральных стволовых клеток. Матриксные материалы были протестированы in vivo на модели подкожной имплантации и в качестве консолидирующего субстрата на модели острой травмы спинного мозга. Показано, что материалы являются биосовместимыми, медленно деградируемыми в организме лабораторных животных и способствуют репара-тивным процессам в области повреждения спинного мозга крыс. Матрикс восстанавливает целостность спинного мозга, способствует регенерации аксонов и восстановлению двигательных функций экспериментальных животных. Полученные данные закладывают основу для дальнейших исследований и разработок в области создания высокоструктурированных биосовместимых имплантируемых материалов медицинского назначения.

Показать весь текст

Список литературы

  1. A.C. Травма спинного мозга: клеточные технологии в лечении и реабилитации. М.: Практическая медицина, 2010.-341 с.
  2. И.С. Механизмы регенерации спинного мозга крыс при трансплантации обкладочных нейроэпителиальных клеток в биополимерном коллагеновом матриксе. Автореф. дис.. канд. мед. наук. Владивосток, 2008.
  3. A.A., Яриков Д. Е. О стандартизации неврологических нарушений при изолированной травме позвоночника и спинного мозга // Нейрохирургия. 2000. № 4. С. 37−39.
  4. В.В. Сравнительная оценка металлсвязывающей активности низкоэтерифици-рованных и высокоэтерифицированных пектинов. Дис.. канд. мед. наук. Владивосток, 2004. — 127с.
  5. М.А. Хирургическая коррекция патологии стопы в комплексе двигательной реабилитации у пациентов с нижней параплегией: Автореферат дисс. канд. мед. наук. Новокузнецк, 2003. 25 с.
  6. Ю.С. Современные представления о пектиновых веществах. Биоорганическая химия, 2009, т. 35, № 3, с.293−310
  7. В.А. Нейробиологические проблемы структурно-медиаторной организации цнс и нейротрансплантологии. — СПб. Изд. РАМН, ИЭМ, 1992.
  8. Г. А., Масгутов Р. Ф., Штырлин В. Г., Зявкина Ю. И., Челышев Ю. А. Гидрогеле-вый матрикс на основе биосовместимых карбомеров для восполнения дефектов нервной ткани // Клеточная трансплантология и тканевая инженерия. 2007. Том II, № 4. С. 63−67.
  9. Ю.С., Кропотов A.B., Хотимченко М. Ю. Фармакологические свойства пектинов // Эфферентная терапия. 2001. Т. 7. № 4. С. 22−36.
  10. В. И., Банин В. В., Ярыгин К. И., Брюховецкий А. С. Регенерация спинного мозга крыс после торакальной сегментэктомии: рост и восстановление нервных проводников // Морфология. 2006. Т. 129, № 1. С.30−38.
  11. Aguayo A., David S., Richardson P., Bray G. Axonal elongation in periferal and central nervous system transplants. In Fedoroff, Herz, Advances in cellular neurobiology. 1982. Vol. 3. P. 215−234.
  12. Agudo M., Woodhoo A., Webber D. et al. Schwann cell precursors transplanted into the injured spinal cord multiply, integrate and are permissive for axon growth // Glia. 2008. Vol. 56. P. 1263−1270.
  13. Arnold M., Cavalcanti-Adam E.A., Glass R. et al. Activation of integrin function by nanopat-terned adhesive interfaces // A European journal of chemical physics and physical chemistry. 2004. Vol. 5. P. 383−388.
  14. Aruffo A., Staminkovic I., Melnik M. et al. CD44 is the principal cell surface receptor for hya-luronate // Cell. 1990. Vol. 61. № 7. P.1303−13.
  15. Ashton R.S., Banerjee A., Punyani S. et al. Scaffolds based on degradable alginate hydrogels and poly (lactide-co-glycolide) microspheres for stem cell culture // Biomaterials. 2007. Vol. 28. P. 5518−5525.
  16. Bandtlow C.E., Zimmermann D.R. Proteoglycans in the developing brain — new conceptual insights for old proteins // Physiology Review. 2000. Vol. 80. P. 1267−1290.
  17. Barritt A.W., Davies M., Marchand F. et al. Chondroitinase ABC promotes sprouting of intact and injured spinal systems after spinal cord injury // Journal of Neuroscience. 2006. Vol. 26. P. 10 856−10 867.
  18. Basso D.M., Beattie M.S., Breshahan J.C. A sensitive and reliable locomotor rating scale for open field testing in rats // Journal of Neurotrauma. 1995. Vol. 12. P. 1−21.
  19. Battista S., Guarnieri D., Borselli C. et al. The effect of matrix composition of 3D constructs on embryonic stem cell differentiation // Biomaterials. 2005. Vol. 26. P. 6194−6207.
  20. Baumann M.D., Kang C.E., Tator C.H., Shoichet M.S. Intrathecal delivery of a polymeric nanocomposite hydrogel after spinal cord injury // Biomaterials. 2010. Vol. 31. P. 7631−7639.
  21. Bekku Y., Su W.D., Hirakawa S. et al. Molecular cloning of Bral2, a novel brain-speciWc link protein, and immunohistochemical colocalization with brevican in perineuronal nets // Molecular and Cellular Neuroscience. 2003. Vol. 24. P.148−159.
  22. Bergman M., Djaldetti M., Salman H., Bessler H. Effect of citrus pectin on malignant cell proliferation // Biomedical Pharmacotherapy. 2010. Vol. 64 (1). P. 44−47.
  23. Bradbury E.J., Moon L.D.F., Popat R.J. et al. Chondroitinase ABC promotes functional recovery after spinal cord injury //Nature. 2002. Vol. 416. P. 636−640,
  24. Bradford M. M. A Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding // Anales of Biochemistry. 1976. Vol. 72. P. 248−254.
  25. Bregman B., Kunkel-Bagden E., Schnell L. et al. Recovery from spinal cod injury mediated by antibodies to neurite growth inhibitors // Nature. 1995. Vol. 378. P. 498- 501,
  26. Brightman A.O., Rajwa B.P., Sturgis J.E. et al. Time-lapse confocal reflection microscopy of collagen fibrillogenesis and extracellular matrix assembly in vitro // Biopolymers. 2000. Vol. 54. P. 222−234.
  27. Brittis P.A., Flanagan J.G. Nogo domains and aNogo receptor: implications for axon regeneration//Neuron. 2001. Vol. 30. P. 11−14.
  28. Bueter C.L., Lee C.K., Rathinam V.A. et al. Chitosan but not chitin activates the inflam-masome by a mechanism dependent upon phagocytosis // Journal of Biological Chemistry. 2011. Vol. 286 (41). P. 35 447−55.
  29. Calderwood D. A. Integrin activation // Journal of Cell Science. 2004. Vol. 117. P. 657−666.
  30. Chang C., Liu H., Lina C. et al. Gelatin-chondroitin-hyaluronan tri-copolymer scaffold for cartilage tissue engineering // Biomaterials. 2003. Vol. 24. P. 4853858.
  31. Chen B.K., Knight A.M., Madigan N.N. et al. Comparison of polymer scaffolds in rat spinal cord: a step toward quantitative assessment of combinatorial approaches to spinal cord repair // Biomaterials. 2011. Vol. 32 (32). P. 8077−86.
  32. Chen C.S., Alonso J.L., Ostuni E. et al. Cell shape provides global control of focal adhesion assembly // Biochemical and Biophysical Research Communications. 2003. Vol. 307. P. 355 361.
  33. Chen C.S., Mrksich M., Huang S. et al. Micropatterned surfaces for control of cell shape, position, and function // Biotechnology Progress. 1998. Vol. 14. P. 356−363.
  34. Chen H., Herndon M.E., Lawler J. The cell biology of thrombospondin- 1 // Matrix Biology. 2000. Vol. 19. P. 597−614.
  35. Chen Y.G., Lee M.W., Tu Y.H. et al. Surface coupling of long-chain hyaluronan to the fibrils of reconstituted type II collagen // Artificial Cells and Blood Substitutes. Biotechnology. 2009. Vol. 37. P. 222−226.
  36. Cheng H., Yihai C., Olson L. Spinal cord repair in adult paraplegic rats: partial restoration of hind limb function // Science. 1996. Vol. 273. P. 510−513.
  37. Cholas R.H., Hsu H.P., Spector M. The reparative response to cross-linked collagen-based scaffolds in a rat spinal cord gap model // Biomaterials. 2012. Vol. 3. P. 2050−2059.
  38. Christopherson G.T., Song H., Mao H.Q. The influence of fiber diameter of electrospun substrates on neural stem cell differentiation and proliferation // Biomaterials 2009. Vol. 30. P. 556−564.
  39. Cornbrooks C., Carey D., McDonald J., et al. In vivo and in vitro observations on laminin produced by Schwann cells // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 1983 Vol. 80. P. 3850−3854.
  40. Cox D. N., Chao A., Baker J. et al. A novel class of evolutionary conserved genes defined by piwi are essential for stem cell self-renewal // Genes Dev. 1998. Vol. 12. P. 3715−3727.
  41. Crompton K. E., Tomas D., Finkelstein D. I. et al. Inflammatory response on injection of chito-san/GP to the brain // Journal of Material Science: Materials for Medicine. 2006. Vol. 17. P. 633−639.
  42. Cui F.Z., Tian W.M., Hou S.P., et al. Hyaluronic acid hydrogel immobilized with RGD peptides for brain tissue engineering // Journal of Material Science: Materials in Medicine. 2006. Vol. 17. P. 1393−1401.
  43. Cullen D.K., Lessing M.C., LaPlaca M.C. Collagen-dependent neurite outgrowth and response to dynamic deformation in three-dimensional neuronal cultures // Annals of Biomedical Engineering. 2007. Vol. 35, № 5. P. 835−846.
  44. Deroanne C.F., Lapiere C.M., Nusgens B.V. In vitro tubulogenesis of endothelial cells by relaxation of the coupling extracellular matrix-cytoskeleton // Cardiovascular Research. 2001. Vol. 49. P. 647−658.
  45. Dhoot N.O., Tobias C.A., Fischer I., Wheatley M.A. Peptide-modified alginate surfaces as a growth permissive substrate for neurite outgrowth // Journal of Biomedical Material Research, Part A. 2004. Vol. 71A. P. 191−200.
  46. Dike L., Chen C., Mrksich M. Geometric control of switching between growth, apoptosis, and differentiation during angiogenesis using micropatterned substrates in vitro // Cell Devel. Biol. -Animal. 1999. Vol. 25. P. 441148.
  47. Discher D.E., Janmey P., Wang Y.L. Tissue cells feel and respond to the stiffness of their substrate // Science. 2005. Vol. 310. P. 1139−1143.
  48. Duncan I.D., Aguayo A.J., Bunge R.P., Wood P.M. Transplantation of rat Schwann cells grown in tissue culture into the mouse spinal cord // J Neurol Sci. 1981. Vol. 49. P. 241−252.
  49. Dziadek M., Timpl R. Expression of nidogen and laminin in basement membrane during mouse embryogenesis and in teratocarcinoma cells // Development Biology. 1986. Vol. 111. P. 372 382.
  50. Eberli D. Regenerative medicine and tissue engineering cells and biomaterials. InTech, 2011. 588 pages.
  51. Emerman J.T., Burwen S.J., Pitelka D.R. Substrate properties influencing ultrastructural differentiation of mammary epithelial cells in culture // Tissue Cell. 1979. Vol. 11. P. 109−119.
  52. Engler A.J., Griffin M.A., Sen S. et al. Myotubes differentiate optimally on substrates with tissue-like stiffness: pathological implications for soft or stiff microenvironments // Journal of Cell Biology. 2004. Vol. 166. P. 877−887.
  53. Engler A.J., Sen S., Sweeney H.L., Discher D.E. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification // Cell. 2006. Vol. 126. P. 677−689.
  54. Eyre D.R., Wu J.J. Collagen cross-links // Topics in Current Chemistry. 2005. Vol. 247. P. 207−209.
  55. Feron F., Perry C., Cochrane J. et al. Autologous olfactory ensheathing cell transplantation in human spinal cord injury // Brain. 2005. Vol. 128. P. 2951−2960.
  56. Flanagan L.A., Ju Y., Marg B. et al. Neurite branching on deformable substrates // Neuroreport. 2002. Vol. 13. Vol. 18. P. 2411−2415.
  57. Galtrey C.M., Fawcett J.W. The role of chondroitin sulfate proteoglycans in regeneration and plasticity in the central nervous system // Brain Research Reviews. 2007. Vol. 54. P. 1−18.
  58. Gao X., Zhi Y., Zhang T. et al. Analysis of the neutral polysaccharide fraction of MCP and its inhibitory activity on galectin-3 // Glycoconjugate Journal. 2012. Vol. 29(4). P. 159−65.
  59. Gamier C., Axelos M., Thibault J. Phase diagrams of pectin-calcium systems: Influence of pH, ionic strength, and temperature on the gelation of pectins with different degrees of methylation // Carbohydrate Research. 1993. Vol. 240. P. 219−232.
  60. Georges P. C, Janmey P.A. Cell type-specific response to growth on soft materials // Applied Physiology. 2005. Vol.98. P. 1547−1553.
  61. Gerecht S., Bettinger C.J., Zhang Z. et al. The effect of actin disrupting agents on contact guidance of human embryonic stem cells // Biomaterials. 2007. Vol. 28. P. 4068−4077.
  62. Gillette B.M., Jensen J.A., Wang M.X. et al. Dynamic hydrogels: Sswitching of 3D microenvironments using two-component naturally derived extracellular matrices // Advanced Materials. 2010. Vol.22. P. 686−691.
  63. Guilak F., Cohen D.M., Estes B.T. et al. Control of Stem Cell Fate by Physical Interactions with the Extracellular Matrix // Cell Stem Cell. 2009. Vol. 5, № 1. P. 17−26.
  64. Gundersen R. W. Response of sensory neurites and growth cones to patterned substrata of laminin and fibronectin in vitro // Developmental Biology. 1987. Vol. 121. P. 423−432.
  65. Hahn M.S., Teply B.A., Stevens M.M. et al. Collagen composite hydrogels for vocal fold lamina propria restoration // Biomaterials. 2006. Vol. 27. P. 1104−1109.
  66. Hashimoto T., Suzuki Y., Kitada M et al. Peripheral nerve regeneration through alginate gel: analysis of early outgrowth and late increase in diameter of regenerating axons // Experimental brain research. 2002. Vol. 146, № 3. P. 356−368
  67. Hejcl A., Urdzikova L., Sedy J. et al. Acute and delayed implantation of positively charged 2-hydroxyethyl methacrylate scaffolds in spinal cord injury in the rat // J Neurosurg Spine. 2008. Vol. 8. P. 67−73.
  68. Hockfield S., Kalb R.G., Zaremba S., Fryer H. Expression of neural proteoglycans correlates with the acquisition of mature neuronal properties in the mammalian brain // Cold Spring Harbor Symposium Quant Biology. 1990. Vol. 55. P. 505−514
  69. Hooks B.M., Chen C. Critical periods in the visual system: changing views for a model of experience-dependent plasticity //Neuron. 2007. Vol. 56. P. 312−326.
  70. Hopkins J.M., Ford-Holevinski T.S., McCoy J.P., Agranoff B.W. Laminin and optic nerve regeneration in the goldfish // Journal of Neuroscience. 1985. Vol. 5. P. 3030−3038.
  71. Horn E.M., Beaumont M., Shu X.Z. et al. Influence of cross-linked hyaluronic acid hydrogels on neurite outgrowth and recovery from spinal cord injury // Journal of Neurosurgery-Spine. 2007. V. 6. P. 133−140.
  72. Hsia H.C., Schwarzbauer J.E. Meet the tenascins: multifunctional and mysterious // Journal of Biological Chemistry. 2005. Vol. 280. P. 26 641−26 644.
  73. Humphries J.D., Byron A., Humphries M.J. Integrin ligands at a glance // Journal of Cell Science. 2006. Vol. 119. P. 3901−3903.
  74. Hunt D., Coffin R. S, Anderson P.N. The Nogo receptor, its ligands and axonal regeneration in the spinal cord: a review // Journal of Neurocytology. 2002. Vol. 31. P. 93−120.
  75. Hynes R.O. Integrins: bidirectional, allosteric signaling machines // Cell. 2002. Vol. 110. P. 673−687.
  76. Hynes R.O., Destree A.T. Relationships between fibronectin (LETS protein) and actin // Cell. 1978. Vol. 15. P. 875−886.
  77. Iwanami A., Kaneko S., Nakamura M. et al. Transplantation of human neural stem cells for spinal cord injury in primates // Journal of Neuroscience Research. 2005. Vol. 80. P. 182−190.
  78. Jain A., Kim Y.T., McKeon R.J., Bellamkonda R.V. In situ gelling hydrogels for conformal repair of spinal cord defects, and local delivery of BDNF after spinal cord injury // Biomaterials. 2006. Vol. 27. P. 497−504.
  79. Jones F.S., Jones P.L. The tenascin family of ECM glycoproteins: structure, function, and regulation during embryonic development and tissue remodeling // Developmental Dynamics. 2000. Vol. 218. P. 235−259.
  80. Joo N.Y., Knowles J.C., Lee G.S. et al. Effects of phosphate glass fiber-collagen scaffolds on functional recovery of completely transected rat spinal cords // Acta Biomaterialia. 2012. Vol. 8(5). P. 1802−12.
  81. Joosten E.A., Dijkstra S., Brook G.A. et al. Collagen IV deposits do not prevent regrowing axons from penetrating the lesion site in spinal cord injury // Journal of Neuroscince Research. 2000. Vol. 62. № 5. P. 686−691.
  82. Kang H.J., Jo C., Kwon J.H. et al. Antioxidant and cancer cell proliferation inhibition effect of citrus pectin-oligosaccharide prepared by irradiation // Journal of Medicine and Food. 2006. Vol. 9(3). P. 313−20.
  83. Kataoka K., Suzuki Y., Kitada M. et al. Alginate, a bioresorbable material derived from brown seaweed, enhances elongation of amputated axons of spinal cord in infant rats // Journal of Biomedical Materials Research. 2001. Vol. 54. P. 373−384.
  84. Kataoka K., Suzuki Y., Kitada M., Hashimoto T. et al. Alginate enhances elongation of early regenerating axons in spinal cord of young rats // Tissue Engineering. 2004. Vol. 10. P. 493 504.
  85. Kerever A., Schnack J., Vellinga D. et al. Novel extracellular matrix structures in the neural stem cell niche capture the neurogenic factor fibroblast growth factor 2 from the extracellular milieu // Stem Cells. 2007. Vol. 25. P. 2146−2157.
  86. Khotimchenko M.Y., Kolenchenko E.A., Khotimchenko Y.S. et al. Cerium binding activity of different pectin compounds in aqueous solutions // Colloids Surface B Biointerfaces. 2010. Vol. 77 (1). P. 104−10.
  87. Kimble J., Crittendeon S.L. Controls of germline stem cells, entry into meiosis, and the sperm/oocyte decision in Caenorhabditis elegans // Annual Review of Cell and Developmental Biology. 2007. Vol. 23. P. 40533.
  88. King F.J., Lin H. Somatic signaling mediated by fs (l)Yb is essential for germline stem cell maintenance during Drosophila oogenesis // Development (Camb.). 1999. Vol. 126. P. 18 331 844.
  89. Kleinman H.K. Isolation of laminin-1 and type IV collagen from the EHS sarcoma // Journal of Tissue Culture Methods. 1994. Vol. 16. P. 231−233.
  90. Kobayashi K., Huang C.-I., Lodge T.P. Thermo-reversible gelation of aqueous methyl cellulose solutions //Macromolecules. 1999. Vol. 32. P. 7070−7077.
  91. Kohama I., Lankford K.L., Preiningerova J. et al. Transplantation of cryopreserved adult human Schwann cells enhances axonal conduction in demyelinated spinal cord // Journal of Neuroscience. 2001. Vol. 21. P. 944−950.
  92. Kolatsi-Joannou M, Price KL, Winyard PJ, Long DA. Modified citrus pectin reduces galectin-3 expression and disease severity in experimental acute kidney injury // PLoS One. 2011. Vol. 6 (4). P. 18 683.
  93. Laemmli U.K. Cleavage of structural proteins during the assembly of the head of bacteriophage T4 //Nature. 1970. Vol. 227, № 5259. P. 680−685.
  94. Lechler T, Fuchs E. Asymmetric cell divisions promote stratification and differentiation of mammalian skin//Nature. 2005. Vol. 437. P. 275−280.
  95. Leivo I., Vaheri A., Timpl R., Wartiovaara J. Appearance and distribution of collagens and laminin in the early mouse embryo // Developmental Biology. 1980. Vol. 76. P. 100−114.
  96. Letourneau P., Madsen A., Palm S. Furcht L. Immunoreactivity for laminin in the developing longitudinal pathway of the brain // Developmental Biology. 1988. Vol. 125. P. 135−144.
  97. Levenberg S., Huang N.F., Lavik E. et al. Differentiation of human embryonic stem cells on three-dimensional polymer scaffolds // Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 2003. Vol. 100, № 22. P.12 741−12 746.
  98. Li X., Yang Z., Zhang A. et al. Repair of thoracic spinal cord injury by chitosan tube implantation in adult rats // Biomaterials. 2009. Vol. 30 (6). P. 1121−1132.
  99. Li Y., Field P.M., Raisman G. Repair of adult rat corticospinal tract by transplant of olfactory ensheathing cells // Science. 1997. Vol. 277. P. 2000−2002.
  100. Liesi P. Do neurons in the vertebrate CNS migrate on laminin // EMPO Journal. 1985. Vol. 4. P. 1163−1170.
  101. Liesi P., Kauppila T. Induction of type IV collagen and other basement membrane-associated proteins after spinal cord injury of the adult rat may participate in formation of the glial scar // Experimental Neurology. 2002. Vol. 173. P. 31—45.
  102. Liesi. P. Laminin and fibronectin in normal and malignant neuroectodermal cells // Medical Biology. 1984. Vol. 62. P. 163−180.
  103. Lima C., Escada P., Pratas-Vital J., et al. Olfactory mucosal autografts and rehabilitation for chronic traumatic spinal cord injury // Neurorehabil Neural Repair. 2010. Vol. 24. P. 10−22.
  104. Lima C., Pratas-Vital J., Escada P. et al. Olfactory mucosa autografts in human spinal cord injury: a pilot clinical study // J Spinal Cord Med. 2006. Vol. 29. P. 191−206.
  105. Lin Y.C., Tan F.J., Marra K.G. et al. Synthesis and characterization of colla-gen/hyaluronan/chitosan composite sponges for potential biomedical applications // Acta Bio-materialia. 2009. Vol. 5. P. 2591−2600.
  106. Lindenhayn K., Perka C., Spitzer R.-S. et al. Retention of hyaluronic acid in alginate beads: Aspects for in vitro cartilage engineering. Journal of Biomedical Materials Research. 1999. Vol. 44(2). P. 149−155.
  107. Liu H.M., Sturner W.Q. Extravasation of plasma proteins in brain trauma // Forensic Science International. 1988. Vol. 38. P. 285−295.
  108. Liu L.S., Won Y.J., Cooke P.H. et al. Pectin/poly (lactide-co-glycolide) composite matrices for biomedical applications // Biomaterials. 2004. Vol. 25. P. 3201−3210.
  109. Liu W.G., Griffith M., Li F.F. Alginate microsphere-collagen composite hydrogel for ocular drug delivery and implantation // Journal of Materials Science: Materials in Medicine. 2008. Vol. 19. P. 3365−3371.
  110. Lu J., Feron F., Mackay-Sim A., Waite P.M. Olfactory ensheathing cells promote locomotor recovery after delayed transplantation into transected spinal cord // Brain. 2002. Vol. 125. P. 14−21.
  111. Lundell A., Olin A.I., Morgelin M. et al. Structural basis for interactions between tenascins and lectican C-type lectin domains: evidence for a crosslinking role for tenascins // Structure. 2004. Vol. 12. P. 1495−1506.
  112. Luo J., Shi R.Y. Polyethylene glycol inhibits apoptotic cell death following traumatic spinal cord injury // Brain Research. 2007. Vol. 1155. P. 10−16.
  113. Mackay-Sim A., St. John J.A. Olfactory ensheathing cells from the nose: Clinical application in human spinal cord injuries // Experimental Neurology. 2011. Vol. 229. P. 174−180.
  114. Mao Y., Schwarzbauer J.E. Fibronectin fibrillogenesis, a cell-mediated matrix assembly process // Matrix Biology. 2005. Vol. 24. P. 389−399.
  115. Marchand R., Woerly S. Transected spinal cords grafted with in situ self-assembled collagen matrices //Neuroscience. 1990. Vol. 36 (1). P. 45−60.
  116. Marchand R., Woerly S., Bertrand L. et al. Evaluation of Two Cross-Linked Collagen Gels Implanted in the Transected Spinal Cord // Brain Research Bulletin. 1993. Vol. 30. P. 415−422,
  117. Maroudas A. Physiochemical properties of articular cartilage in adult articular cartilage, 2nd ed. Kent, UK: Pitman Medical Publishing Co. 1979. P. 215−290.
  118. McBeath R., Pirone D.M. et al. Cell shape, cytoskeletal tension, and RhoA regulate stem cell lineage commitment // Developmental Cell. 2004. Vol. 6. P. 483−495.
  119. Miner J.H., Yurchenco P.D. Laminn functions in tissue morphogenesis // Annual Review of Cell and Developmental Biology. Biol. 2004. Vol. 20. P. 255−284
  120. Mio K., Stern R. Inhibitors of the hyaluronidases // Matrix Biology. 2002.Vol. 21. P. 3137.
  121. Miyake K., Media K.L., Hayashi S. et al. Monoclonal antibodies to Pgr-1/Cd44 block lym-pho-hemopoiesis in long- term bone marrow cultures // Journal of Experimental Medicine. 1990. Vol. P. 171−477.
  122. Mosahebi A., Wiberg M., Terenghi G. Addition of fibronectin to alginate matrix improves peripheral nerve regeneration in tissue-engineered conduits // Tissue Engineering. 2003. Vol. 9 (2). P. 209−218.
  123. Munarin F., Guerreiro S.G., Grellier M.A. et al. Pectin-Based Injectable Biomaterials for Bone Tissue Engineering // Biomacromolecules. 2011. Vol. 12 (3). P. 568−77.
  124. Munarin F., Tanzi M.C., Petrini P. Advances in biomedical applications of pectin gels // International Journal of Biological Macromolecules. 2012. Vol. 51. P. 681−689.
  125. Murphy-Ullrich J.E. The de-adhesive activity of matricellular proteins: Is intermediate cell adhesion an adaptive state? // Journal of Clinical Investigation. 2001. Vol. 107. P. 785−790.
  126. Muzzarelli R., Baldassarre V., Ferrara C.F. et al. Biological activity of chitosan: ultrastructural study // Biomaterials. 1988. Vol. 9. P. 247−252.
  127. Nag S., Takahashi J. L. Kilty D.W. Role of vascular endothelial growth factor in blood-brain barrier breakdown and angiogenesis in brain trauma // Journal of Neuropathol Exp Neurol. 1997. Vol. 56. P. 912−921.
  128. Nahmias Y., Schwartz R.E., Verfaillie C.M. and others. Laser-guided direct writing for three-dimensional tissue engineering // Biotechnol. Bioeng. 2005. Vol. 92 (2). P. 129−136.
  129. Neame P. J, Barry F.P. The link proteins // Experimentia. 1993. Vol. 49. P. 393102.
  130. Necas J., Bartosikova L., Brauner P., Kolar J. Hyaluronic acid (hyaluronan): a review // Veterinarni Medicina. 2008. Vol. 53 (8). P. 397−411.
  131. Nelson C.M., Tien J. Microstructured extracellular matrices in tissue engineering and development // Current Opinion in Biotechnology. 2006. Vol. 17. P. 518−523.
  132. Nicholson C., Sykova E. Extracellular space structure revealed by diffusion analysis // Trends Neuroscience. 1998. Vol. 21. P. 207−215.
  133. Niederost B.P., Zimmermann D.R., Schwab M.E., Bandtlow C.E. Bovine CNS myelin contains neurite growth inhibitory activity associated with chondroitin sulfate proteoglycans // Journal of Neuroscience. 1999. Vol. 19. P. 8979−8989.
  134. Nisbet D.R., Crompton K.E., Home M.K. Neural tissue engineering of the CNS using hydrogels // Journal of Biomedical Materials Research Part B: Applied Biomaterials. 2008. Vol. 87B. P. 251−263.
  135. Novikov L.N., Novikova L.N., Mosahebi A. et al. A novel biodegradable implant for neuronal rescue and regeneration after spinal cord injury // Biomaterials. 2002. Vol. 23. P. 33 693 376.
  136. Novikova L.N., Mosahebi A., Wiberg M. et al. Alginate hydrogel and matrigel as potential cell carriers for neurotransplantation // Journal of Biomedical Materials Reseach, Part A. 2006. Vol. 77A. P. 242−252.
  137. Novikova L.N., Novikov L.N., Kellerth J.O. Biopolymers and biodegradable smart implants for tissue regeneration after spinal cord injury // Current Opinion in Neurology. 2003. Vol. 16. P. 711−715.
  138. Nurcombe V., Ford M.D., Wildschut J.A., Bartlett P.F. Developmental regulation of neural response to FGF-1 and FGF-2 by heparan sulfate proteoglycan // Science. 1993. Vol. 260. P. 103−106.
  139. Odde D.J., Renn M.J. Laser-guided direct writing of living cells // Biotechnol. Bioeng. 2000. Vol. 67, № 3. P. 312−318.
  140. Okada M., Miyamoto O., Shibuya S. et al. Expression and role of type I collagen in a rat spinal cord contusion injury model // Neuroscience Research. 2007. Vol. 58. P. 371−377.
  141. Olano-Martin E., Rimbach G.H., Gibson G.R., Rastall R.A. Pectin and pectic-oligosaccharides induce apoptosis in in vivo human colonic adenocarcinoma cells // Anticancer Res. 2003. V. 23. P. 341−346.
  142. Oohira A., Fumiko M., Ritsuko K. Inhibitory Effects of Brain Chondroitin Sulfate Proteoglycans on Neurite Outgrowth from PCI 20 Cells // The Journal of Neuroscience. 1991. Vol. 1. № 3. P. 822−827.
  143. Park D.H., Lee J.H., Boriongan C.V. et al. Transplantation of Umbilical Cord Blood Stem Cells for Treating Spinal Cord Injury // Stem Cell Reviews and Reports. 2011. Vol. 7. P. 181 194.
  144. Peppas N.A., Hilt S.Z., Khademhosseini A., Langer R. Hydrogels in biology and medicine: From molecular principles to bionanotechnology // Advanced Materials. 2006. Vol. 18, № 11. P.1345−1360.
  145. Perris R., Perissinotto D. Role of the extracellular matrix during neural crest cell migration // Mechanisms of Development. 2000. Vol. 95. P. 3−21.
  146. Perris R., Syfrig J., Paulsson M., Bronnerfraser M. Molecular Mechanisms of Neural Crest Cell Attachment and Migration on Type-I and Type-Iv Collagen // Journal of Cell Science. 1993. Vol. 106. P. 1357−1368.
  147. Phillippi J.A., Miller E., Weiss L. et al. Microenvironments engineered by inkjet bioprint-ing spatially direct adult stem cells toward muscle- and bone-like subpopulations // Stem Cells. 2008. Vol. 26. P. 127−134.
  148. Pinzon A., Calancie B., Oudega M., Noga B.R. Conduction of impulses by axons regenerated in a Schwann cell graft in the transected adult rat thoracic spinal cord // J Neurosci Res. 2001. Vol. 64. P. 533−541.
  149. Prang P., Muller R., Eljaouhari A., Heckmann K. et al. The promotion of oriented axonal regrowth in the injured spinal cord by alginate-based anisotropic capillary hydrogels // Biomaterials. 2006. Vol. 27. P. 3560−3569.
  150. Preissner KT. Structure and biological role of vitronectin // Annu Rev Cell Biol. 1991. Vol. 7. P. 275−310.
  151. Price P.J. Preparation and use of rat tail collagen // Methods in cell science. 1975. Vol. 1, № 1. P.43−44.
  152. Raz A, Loton R. Endogenous galactoside-binding lectins: a new class of functional cell surface molecules related to metastasis // Cancer Metastasis Review. 1987. Vol. 6. P. 433−452.
  153. Recknor J.B., Sakaguchi D.S., Mallapragada S.K. Directed growth and selective differentiation of neural progenitor cells on micropatterned polymer substrates // Biomaterials. 2006. Vol. 27. P. 4098—4108.
  154. Reilly G.C., Engler A.J. Intrinsic extracellular matrix properties regulate stem cell differentiation // Journal of Biomechanics. 2010. Vol. 43. № 1. P. 55−62.
  155. Ricard-Blum S., Ruggiero F., van der Rest M. The collagen superfamily // Top. Curr. Chem. 2005. Vol. 247. P.35−41.
  156. Rochkind S. Shahar A., Fliss D. et al. Development of a tissue-engineered composite implant for treating traumatic paraplegia in rats // Europine Spine J. 2006. Vol. 15. P. 234−245.
  157. Rosso F., Giordano A., Barbarisi M., Barbarisi A. From cell-ECM interactions to tissue engineering // Journal of cellular physiology. 2004. Vol. 199. P. 174−180.
  158. Rowlands A.S., George P.A., Cooper-White J.J. Directing osteogenic and myogenic differentiation of MSCs: interplay of stiffness and adhesive ligand presentation // American Journal of Physiology Cell Physiology. 2008. Vol. 295. P. C1037-C1044.
  159. Ruoslahti E. Brain extracellular matrix (review) // Glycobiology. 1996/ Vol. 6. P. 489−492.
  160. Ruoslahti E., Reed J. Anchorage dependence, integrins, and apoptosis // Cell. 1994. Vol. 77. P. 477 478.
  161. Sadeghi M. Pectin-Based Biodegradable Hydrogels with Potential Biomedical Applications as Drug Delivery Systems // Journal of Biomaterials and Nanobiotechnology. 2011. Vol. 2. P. 36−40.
  162. Saha K., Keung A.J., Irwin E.F., Li Y., Little L., Schaffer D.V., Healy K.E. Substrate modulus directs neural stem cell behavior // Biophysical Journal. 2008. Vol. 95. P. 4426−4438.
  163. Sajjad, 2004. Spinal cord regeneration via collagen tube intubulation. Master thesis. Massachusetts Institute of Technology. 2004. — 57p.
  164. Sanes J.R. Extracellular matrix molecules that influence neural development // Annual Reviews in Neuroscience. 1989. Vol. 12. P.491−516.
  165. Schnell L., Schwab M.E. Axonal regeneration in the rat spinal cord produced by an antibody against myelin-associated neurite growth inhibitors // Nature. 1990. Vol. 343. P. 269−272.
  166. Schofield R. The relationship between the spleen colony- forming cell and the haemopoi-etic stem cell // Blood Cells. 1978. Vol. 4. P. 7−25.
  167. Shea L.D., Smiley E., Bonadio J., Mooney D.J. DNA delivery from polymer matrices for tissue engineering //Nature Biotechnology. 1999. Vol. 17, № 6. P. 551−554.
  168. Silva G.A., Czeisler C., Niece K.L., Beniash E., Harrington D.A., Kessler J.A., Stupp S.I. Selective differentiation of neural progenitor cells by high-epitope density nanofibers // Science. 2004. Vol. 303, № 5662. P. 1352−1355.
  169. Silver J., Miler J.H. Regeneration beyond the glial scar // Nature Reviews Neuroscience. 2004. Vol. 5, № 2. P. 146−156.
  170. Stamencovic I., Amiot M., Pesando J.M., Seed B. A lympocyte molecule implicated in lymph node homing is a member of the cartilage link protein family // Cell. 1989. Vol. 56, № 6. P.1057−1062.
  171. Stichel C.C., Muller H.W. The CNS lesion scar: new vistas on an old regeneration barrier // Cell Tissue Research. 1998. Vol. 294. P. 1−9.
  172. Stokols S., Tuszynski M.H. Freeze-dried agarose scaffolds with uniaxial channels stimulate and guide linear axonal growth following spinal cord injury // Biomaterials. 2006. Vol. 27. P. 443−451.
  173. Stokols S., Tuszynski M.H. The fabrication and characterization of linearly oriented nerve guidance scaffolds for spinal cord injury // Biomaterials. 2004. Vol. 25. P. 5839−5846.
  174. Straley K.S., Foo C.W.P., Heilshorn S.C. Biomaterial Design Strategies for the Treatment of Spinal Cord Injuries // Journal of neurotrauma. 2010.Vol. 27. P. 1−19.
  175. Stuart K., Panitch A. Characterization of Gels Composed of Blends of Collagen I, Collagen III, and Chondroitin Sulfate // Biomacromolecules. 2009. Vol. 10. P. 25−31.
  176. Stuart K., Panitch A. Influence of chondroitin sulfate on collagen gel structure and mechanical properties at physiologically relevant levels // Biopolymers. 2008. Vol. 89. P, 841 851.
  177. Sugar O., Gerard R.W. Spinal cord regeneration in the rat // Journal of Neurophysiology. 1940. Vol. 3.P. 1−19.
  178. Surazynski A., Miltyk W., Czarnomysy R., Grabowska J., Palka J. Hyaluronic acid abrogates nitric oxide-dependent stimulation of collagen degradation in cultured human chondrocytes // Pharmacological Research. 2009. Vol. 60. P. 46−49.
  179. Suri S., Schmidt C.E. Cell-laden hydrogel constructs of hyaluronic acid, collagen, and laminin for neural tissue engineering // Tissue Engineering Part A. 2010. Vol. 16. P. 17 031 716.
  180. Suzuki K., Suzuki Y., Ohnishi K. et al. Regeneration of transected spinal cord in young adult rats using freeze-dried alginate gel // Neuroreport. 1999. Vol. 10. P. 2891−2894.
  181. Sykova E., Jendelova P., UrdzHkova L. et al. Bone marrow stem cells and polymer hy-drogels-two strategies for spinal cord injury repair // Cell and Molecular Neurobiology. 2006. Vol. 26(7−8). P. l 113−29.
  182. Tang M. D, Golden A.P., Tien J. Molding of three-dimensional microstructures of gels // Journal of American Chemical Society. 2003. Vol. 125. P. 12 988−12 989.
  183. Taupin P., Gage F. Adult neurogenesis and neural stem cells of the central nervous system in mammals // Journal of Neuroscience Research. 2002. Vol. 69. P. 745−749.
  184. Teng Y.D., Lavik E.B., Qu X. et al. Functional recovery following traumatic spinal cord injury mediated by a unique polymer scaffold seeded with neural stem cells // PNAS. 2002. Vol. 99 (№ 5). 3024−3029.
  185. Testaz S., Duband J.L. Central role of the alpha4betal integrin in the coordination of avian truncal neural crest cell adhesion, migration, and survival // Developmental Dynamics. 2001. Vol. 222. P. 127−140.
  186. Tien J., Nelson C.M., Chen C.S. Fabrication of aligned microstructures with a single elas-tomeric stamp // PNAS. 2002. Vol. 99, № 4. P. 1758−1762.
  187. Timpl R., Tisi D., Talts J.F. et al. Structure and function of laminin LG modules // Matrix Biology. 2000. Vol. 19. P. 309−317.
  188. Timpl, R., Rohde, H., Robey, P.G. et al. Laminin, a glycoprotein from basement membranes // Journal of Biology Chemistry. 1979. Vol. 254. P. 9933−9937.
  189. Tobias C.A., Dhoot N.O., Wheatley M.A. et al. Grafting of encapsulated BDNF-producing fibroblasts into the injured spinal cord without immune suppression in adult rats // Journal of Neurotrauma. 2001. Vol. 18. P. 287−301.
  190. Tobias C.A., Han S.S.W., Shumsky J.S. et al. Alginate encapsulated BDNF-producing fibroblast grafts permit recovery of function after spinal cord injury in the absence of immune suppression // Journal of Neurotrauma. 2005. Vol. 22. P. 138−156.
  191. Trakhtenberg I.M., Litenko V.A., Dereviago I.B. et al. The use of pectin-containing entero-sorbents in exposure to radionuclides and heavy metals // Likars’ka sprava. 1992. Vol. 5. P. 2933.
  192. Tsai E.C., Dalton P.D., Shoichet M.S., Tator C.H. Synthetic hydrogel guidance channels facilitate regeneration of adult rat brainstem motor axons after complete spinal cord transection // Journal of neurotrauma. 2004. Vol. 21. P. 789−804.
  193. Vogel V., Sheetz M. Local force and geometry sensing regulate cell functions // Nature Reviews. Molecular Cell Biology. 2006. Vol. 7. P. 265−275.
  194. Walker M.R., Patel K.K., Stappenbeck T.S. The stem cell niche // The Journal of Pathology. 2009. Vol. 217. P. 169−180
  195. Wang W.H., Zhang M., Lu W. et al. Cross-linked collagen-chondroitin sulfate-hyaluronic acid imitating extracellular matrix as scaffold for dermal tissue engineering // Tissue Engineering, Part C-Methods. 2010. Vol. 16. P. 269−279.
  196. Wang Y., Lapitsky Y., Kang C.E., Shoichet M.S. Accelerated release of a sparingly soluble drug from an injectable hyaluronan-methylcellulose hydrogel // Journal of Controlled Release. 2009. Vol. 140. P. 218−223.
  197. Weidnera N., Grilla R.J., Tuszynski M.H. Elimination of basal lamina and the collagen «scar» after spinal cord injury fails to augment corticospinal tract regeneration // Experimental Neurology. 1999. Vol. 160, № 1. P. 40−50.
  198. Wells M.R., Kraus K., Batter D.K. et al. Gel matrix vehicles for growth factor application in nerve gap injuries repaired with tubes: a comparison of biomatrix, collagen, and methylcel-lulose//Experimental Neurology. 1997. Vol. 146. P. 395−402.
  199. Whitesides G.M., Ostuni E., Takayama S. Soft lithography in biology and biochemistry // Annual Review of Biomedical Engineering. 2001. Vol. 3. P. 335−373.
  200. Woerly S., Doan V., Evans-Martin F. et al. Spinal cord reconstruction using NeuroGel™ implants and functional recovery after chronic injury // Journal of Neuroscience Research. 1998a. Vol. 66. P. 1187−1197.
  201. Woerly S., Pinet E., De Robertis L. et al. Heterogeneous PHPMA hydrogels for tissue repair and axonal regeneration in the injured spinal cord // Journal of Biomaterials Science, Polymer Edition. 1998b. Vol. 9. P. 681−711.
  202. Wu S.F., Suzuki Y., Kitada M. et al. Migration, integration, and differentiation of hippocampus-derived neurosphere cells after transplantation into injured rat spinal cord // Neuroscience Letters. 2001. Vol. 312. P. 173−176.
  203. Wyndaele M., Wyndaele J.J. Incidence, prevalence and epidemiology of spinal cord injury: what learns a worldwide literature survey? // Spinal Cord. 2006. Vol. 44 (9). P. 523−9.
  204. Xiao M., Klueber K.M., Lu C. et al. Human adult olfactory neural progenitors rescue axotomized rodent // Experimental Neurology. 2005 Vol. 194, № 1. P. 12−30.
  205. Xie T., Spradling A.C. A niche maintaining germ line stem cells in the Drosophila ovary // Science. 2000. Vol. 290. P. 328−330.
  206. Xie W., Xu P., Wang W., Liu Q. Preparation and antibacterial activity of a water-soluble chitosan derivative // Carbohydrate Polymer. 2002. Vol. 50. P. 350.
  207. Yan J, Katz A. PectaSol-C modified citrus pectin induces apoptosis and inhibition of proliferation in human and mouse androgen-dependent and- independent prostate cancer cells. Integr Cancer Ther. 2010 Jun-9(2): 197−203.
  208. Yim E.K., Pang S.W., Leong K.W. Synthetic nanostructures inducing differentiation of human mesenchymal stem cells into neuronal lineage // Experimental Cell Research. 2007. Vol. 313. P. 1820−1829.
  209. Yoshii S., Ito S., Shima M., Taniguchi A., Akagi M. Functional restoration of rabbit spinal cord using collagen-filament scaffold // Journal of tissue engineering and regenerative medicine. 2009. Vol. 3. P. 19−25.
  210. Ytzhaki R.F., Gill D.M. A micro-biuret method for estimating proteins // Analytical Biochemistry. 1964. Vol. 9, P. 401—407.
  211. Zhang S., Zhao X., Spirio L. PuraMatrix: Self-assembling peptide nanofiber scaffolds. In: Ma, PX.- Elisseeff, J., editors. Scaffolding in tissue engineering. Boca Raton, FL: CRC Press- 2005. P. 217−238.
  212. Zhong J., Chan A., Morad L., Kornblum H.i., Fan G., Carmichael S.T. Hydrogel matrix to support stem cell survival after brain transplantation in stroke // Neurorehabilitation and Neural Repair. 2010. Vol. 24 (7). P. 636−44.
  213. Zimmermann D.R., Dours-Zimmermann M.T. Extracellular matrix of the central nervous system: from neglect to challenge // Histochem Cell Biology. 2008. Vol. 130. P. 635−653.
  214. Zurita M., Vaquero J., Bonilla C. et al. Functional recovery of chronic paraplegic pigs after autologous transplantation of bone marrow stromal cells // Transplantation. 2008. Vol. 86. P. 845−853.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!