Помощь в написании студенческих работ
Антистрессовый сервис

Взаимодействие синтетического поликатиона поли-(N-этил-4-винилпиридиний бромида) с модельными белково-липидными мембранами

Диссертация: Взаимодействие синтетического поликатиона поли-(N-этил-4-винилпиридиний бромида) с модельными белково-липидными мембранами
ДиссертацияПомощь в написанииУзнать стоимостьмоей работы

С целью направленной доставки генетического материала в клетки, к поликатионам ковалентно присоединяют лиганд рецептора, расположенного на поверхности мембраны и специфического для данного типа клеток. В качестве таких лигандов могут выступать трансферрин, иммуноглобулины, лектины. Так, конъюгат полилизина и инсулина был успешно использован для рецептор-опосредованного транспорта плазмид… Читать ещё >

Взаимодействие синтетического поликатиона поли-(N-этил-4-винилпиридиний бромида) с модельными белково-липидными мембранами (реферат, курсовая, диплом, контрольная)

Содержание

  • 1. ВВЕДЕНИЕ
  • 2. ЛИТЕРАТУРНЫЙ ОБЗОР
    • 2. 1. Структура и состав биологических мембран
      • 2. 1. 1. Состав биологических мембран
      • 2. 1. 2. Мембранные липиды
      • 2. 1. 3. Структурная организация липидов в смесях с водой
      • 2. 1. 4. Мембранные белки
      • 2. 1. 5. Структура биологических мембран
      • 2. 1. 6. Латеральная диффузия липидов и белков в мембранах
      • 2. 1. 7. Трансбислойная миграция липидов (флип-флоп)
      • 2. 1. 8. Проницаемость липидных бислойных мембран
      • 2. 1. 9. Модельные мембранные системы
      • 2. 1. 10. Встраивание белков в липосомы
    • 2. 2. Взаимодействие поликатионов с биологическими мембранами
      • 2. 2. 1. Биологические эфффекты поликатионов
      • 2. 2. 2. Влияние поликатионов на структуру отрицательно заряженных 29 липидных бислоев
      • 2. 2. 3. Изучение влияния поликатионов на структуру белок-содержащих 32 мембран
      • 2. 2. 4. Какие отрицательно заряженные компоненты клеточной 34 мембраны являются мишенью действия поликатиона?
    • 2. 3. Интерполиэлектролитные компексы
      • 2. 3. 1. Интерполиэлектролитные комплексы, образуемые 36 водорастворимыми белками и линейными полиэлектролитами
      • 2. 3. 2. Комплексы, образованные полиэлектролитами и противоположно 39 заряженными липидными мембранами
    • 2. 4. Постановка задачи
  • 3. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ЧАСТ
    • 3. 1. Материалы
    • 3. 2. Методы
      • 3. 2. 1. Объекты исследования
        • 3. 2. 1. 1. Получение гидрофобизованного а-химотрипсина
        • 3. 2. 1. 2. Липосомы. 49 3.2.2. Методы исследования
        • 3. 2. 2. 1. Изучение ферментативной активности модифицированного 54 белка в водном растворе и при встраивании в бислой липосом
        • 3. 2. 2. 2. Равновесная гель-проникающая хроматография
        • 3. 2. 2. 3. Флуоресцентные методы исследования
        • 3. 2. 2. 4. Изучение транспорта доксорубициначерез липосомальную 57 мембрану
        • 3. 2. 2. 5. Изучение транспорта малых ионов через мембрану липосом
        • 3. 2. 2. 6. Изучение латеральной сегрегации молекул белка на поверхности 59 протеолипосом при адсорбции поликатиона
  • 4. РЕЗУЛЬТАТЫ 61 4.1.Получение белково-липидных везикул
    • 4. 1. 1. Модификация а-химотрипсина Ы-гидроксисукцинимидным эфиром стеариновой кислоты
    • 4. 1. 2. Влияние модификации а-химотрипсина стеароилъными 63 остатками на его свойства в водном растворе
    • 4. 1. 3. Получение белково-липидных везикул методом обработки 68 ультразвуком
    • 4. 1. 4. Локализация белка в протеолипосомах
    • 4. 1. 5. Влияние степени гидрофобизации белка на его встраивание в 71 мембрану липосом
    • 4. 1. б. Модуляция каталитической активности модифицированного а- 72 химотрипсина при его встраивании в липидный бислой
    • 4. 2. Взаимодействие липосом, содержащих модифицированный ОС- 76 химотрипсин, с синтетическим поликатионом поли-]Ч-этил-4-винилпиридиний бромидом (ПЭВП)
    • 4. 2. 1. Связывание ПЭВП с белковыми молекулами, встроенными в 76 липидную бислойную мембрану
    • 4. 2. 2. Взаимодействие поликатиона со встроенным в липосомалъную 79 мембрану белком носит электростатический характер
    • 4. 2. 3. Влияние ПЭВП на каталитическую активность 80 гидрофобизованного а-химотрипсина, встроенного в липидную бислойную мембрану
    • 4. 2. 4. Встраивание стеароилированного а-химотрипсина в 81 отрицательно заряженные липосомы под действием ПЭВП
    • 4. 2. 5. Латеральная агрегация молекул белка на поверхности липосом 83 при адсорбции ПЭВП
    • 4. 2. 6. Обратимость взаимодействия
    • 4. 2. 7. Конкуренция встроенного в липосомы белка и отрицательно 88 заряженных липидов за связывание с поликатионом
    • 4. 3. Влияние поликатиона на проницаемость мембраны КЛ-липосом и 92 ротеолипосом
    • 4. 3. 1. Влияние синтетических поликатионов на транспорт 92 противоракового антибиотика доксорубицина через бислои, состоящие из ФХ и КЛ
    • 4. 3. 2. Влияние поли-(Ы-этил-4-винилпиридиний бромида) на транспорт 97 низкомолекулярных электролитов и доксорубицина через белково-липидную мембрану
    • 5. 0. БСУЖДЕНИЕ РЕЗУЛЬТАТОВ
    • 5. 1. Факторы, определяющие эффективность взаимодействия модифицированного белка с мембраной липосом
    • 5. 2. Модуляция каталитической активности модифицированного а- ЮЗ химотрипсина при его встраивании в липидный бислой
    • 5. 3. Влияние поликатиона на функциональные свойства модифицированного а- Ю5 химотрипсина в водном растворе и после встраивания в мембрану липосом
    • 5. 4. Конкуренция отрицательно заряженых белковых и липидных молекул, 107 встроенных в липосомалъную мембрану, за связывание с ПЭВП
    • 5. 5. Влияние поликатионов на проницаемость отрицательно заряженных ц 0 липидных мембран
  • 6. ВЫВОДЫ

Изучение взаимодействия синтетических и природных полиэлектролитов с биологическими объектами привлекает большое внимание исследователей на протяжении уже 30 лет.

В первой половине 70-х годов был обнаружен эффект иммуномодулирующего действия синтетических полиэлектролитов. Совместное введение антигенов и макромолекул, способных к многоточечным кооперативным взаимодействиям с компонентами клеточной мембраны, приводило к усилению иммунного ответа клеток [1,2]. В связи с этим, был предложен принцип создания нового класса высокоэффективных искусственных иммуногенов и вакцин, представляющих собой конъюгаты белковых антигенов, гаптенов и полисахаридов с синтетическими линейными полиэлектролитами [2,3,4].

В последнее десятилетие повышенный интерес к биоактивности поликатионов вызван возможностью их использования для доставки генетического материала в клетки. В целом ряде работ было показано, что интерполиэлектролитные комплексы, образованные поликатионами и плазмидной ДНК (или олигонуклеотидами) эффективно проникают в клетки путем эндоцитоза как in vivo, так и in vitro [5−26]. При этом были использованы природные поликатионы, например, протамин [6]- и синтетические поликатионы различной природы: линейные гидрофильные (полилизин [6−9], полиэтиленимин [10−12], поли-М-этил-4-винилпиридиний бромид [13,14]), и имеющие боковые гидрофобные остатки (в частности, статистический сополимер поли-1Ч-этил-4-винилпиридиний бромида и поли-М-цетил-4-винилпиридиний бромида [13] и липополиамины [10,11]). Высокая трансфецирующая активность была обнаружена для дендримеров [15,16].

Одним из важных аспектов, исследуемых при изучении взаимодействия синтетических молекул с биологическими объектами, является цитотоксичность. В работе [12] изучали воздействие комплекса гена люциферазы с полиэтиленимином на клетки нескольких линий. Было показано, что заметная цитотоксичность таких комплексов проявлялась только при концентрациях, много превышающих концентрации, необходимые для оптимальной трансфекции.

С целью направленной доставки генетического материала в клетки, к поликатионам ковалентно присоединяют лиганд рецептора, расположенного на поверхности мембраны и специфического для данного типа клеток. В качестве таких лигандов могут выступать трансферрин, иммуноглобулины, лектины [6,7,17−21]. Так, конъюгат полилизина и инсулина был успешно использован для рецептор-опосредованного транспорта плазмид в эпителиальные клетки молочной железы овцы [21], на поверхности которых присутствуют инсулиновые рецепторы. При этом присутствие продукта экспрессии репортерного гена — люциферазы — регистрировали в молоке подопытных животных.

Существенно повышать эффективность трансфекции может конъюгирование поликатионов с вирусами и белковыми токсинами [22, 23].

В ряде случаев серьезной проблемой, возникающей при доставке олигонуклеотидов в клетки с помощью поликатионов, является невысокая растворимость образующихся интерполиэлектролитных комплексов в водных растворах. В качестве одного из способов решения этой проблемы было предложено использовать блок-сополимеры поликатионов с неионными водорастворимыми полимерами — полиэтиленоксидом (или блок сополимерами полиэтиленоксида и полипропиленоксида), обеспечивающими растворимость комплекса [24−26].

Активность поликатионов в качестве агентов для трансфекции клеток различается в зависимости от природы поликатионов. Причины этой зависимости в настоящее время дискутируются в литературе, однако пока не найдено убедительных доказательств гипотез, предлагаемых разными авторами [14, 27 ].

Таким образом, изучение поведения поликатионов при их контакте с биологическими объектами, в частности, с клеточными мембранами, представляется актуальной задачей. Адсорбция поликатионов на поверхности клеточных мембран приводит в ряде случаев к сильным физиологическим 5 эффектам. В связи с этим, не ослабевает интерес к исследованию закономерностей взаимодействия синтетических и природных полиэлектролитов с модельными мембранами. Моделирование различных аспектов взаимодействия полиэлектролитов с клетками при помощи простых систем может прояснить некоторые основные принципы взаимодействия поликатионов и полианионов с мембранами реальных клеток.

6. выводы.

1. Ацилирование а-химотрипсина остатками стеариновой кислоты придает ферменту способность прочно связываться с липидным бислоем. Эффективность связывания белка с липосомами определяется средним количеством остатков стеариновой кислоты, введенных на молекулу белка, и их взаимным расположением на поверхности белковой глобулы.

2. Модификация а-химотрипсина остатками стеариновой кислоты приводит к значительному увеличению константы Михаэлиса гидролиза низкомолекулярного специфического субстрата АТЕЕ в водном растворе. Встраивание гидрофобизованного фермента в липосомальную мембрану, построенную из электронейтрального липида приводит к повышению константы Михаэлиса вплоть до уровня, характерного для нативного белка в водном окружении.

3. Поли-(ТМ-этил-4-винилпиридиний бромид) способен адсорбироваться на поверхности белково-липидных везикул за счет электростатического взаимодействия с отрицательно заряженными группами белка. Взаимодействие поликатиона с модифицированным а-химотрипсином, встроенным в липидный бислой вызывает агрегацию белковых молекул на поверхности мембраны. Снижение содержания белка приводит к исчезновению этого эффекта. Адсорбция поликатиона не оказывает влияния на функциональные свойства белка.

4. Взаимодействие ПЭВП с отрицательно заряженными липидами на поверхности липосом существенно более эффективно, чем его взаимодействие с молекулами а-химотрипсина, встроенными в состав липосомальной мембраны.

5. Адсорбция поликатионов — поли-(Ы-этил-4-винилпиридиний бромида) и поли-Ь-лизина на поверхности двухкомпонентных липосом из нейтрального фосфатидилхолина и отрицательно заряженного кардиолипина, а также на поверхности протеолипосом, приводит к увеличению пассивной проницаемости мембраны по отношению к нейтральной форме доксорубицина за счет структурных изменений липидного бислоя. Этот эффект увеличивается с увеличением концентрации отрицательных зарядов на поверхности липидного бислоя.

Показать весь текст

Список литературы

  1. Kabanov V.A., Petrov R.V., and Khaitov R.M. / Artificial antigenes and vaccines based on non-natural polyelectrolytes // Sov. Sci. Rev. D, Physicochemical Biology, 1984, v.5, p. 277−322.
  2. P.B., Хаитов P.M. / Исскуствениые антигены и вакцины // М., Медицина, 1988.
  3. V.A. / Synthetic membrane active polyelectrolytes in design of artificial immunogenes and vaccines // Makromol. Chem., Macromol Symp. 1986, v. l, p.101−124.
  4. B.A., Петров P.В., Хаитов P.M. / Новый принцип создания искусственных иммуногенов // Журн. Всесоюз. Хим. об-ва им. Д. И. Менделеева, 1982, т. 27, № 4, с. 417−424.
  5. Thurnher М., Wagner Е., Clausen Н., Mechtler К., Rusconi S., Dinter А., Birnstiel M.L., Berger E.G., and Cotten M. / Carbohydrate receptor-mediated gene transfer to human T leukaemic cells // Glycobiology, 1994, v. 4, p. 429−435.
  6. E., Zenke M., Cotten M., Beug H., Birnstiel M.L. / Transferrin-polycation conjugates as carriers for DNA uptake into cells // Proc. Natl. Acad. Sci., 1990, v. 89, p. 3410−3414.
  7. Wu G.Y. and Wu C.H. / Receptor-mediated in vitro gene transformation by a soluble DNA carrier system // J. Biol. Chem., 1987, v. 262, p. 4429−4432.
  8. Wu G.Y. and Wu C.H. / Receptor-mediated gene delivery and expression in vivo //J. Biol. Chem. 1988, v.263, p. 14 621−14 624.
  9. J.P. / Gene transfer with amino lipids and aminopolymers // С R Seances Soc. Biol. Fil., 1996, v. 190, p. 33−38.
  10. Behr J.P., Demenix В., Loeffer J.-P., and J. Perez-Mutul / Efficient gene transfer into mammalian primary endocrine cells with lipopolyamine-coated DNA // Proc. Natl. Acad. Sci USA, 1989, v. 86, p. 6982−6986.
  11. A. V. / Taking polycation gene delivery systems from in vitro to in vivo // PSTT, 1999, v. 2, p.365−372.
  12. Haensler J., Szoka F.C. Jr. / Polyamidoamine cascade polymers mediate efficient -transfection of cells in culture // Bioconjug. Chem., 1993, v. 4, p. 372−379.
  13. Wagner E., Cotten M., Foisner R., and Birstein M.L. / Transferrin-polycation-DNA complexes: the effect of polycation on the structure of the complex and DNA delivery to cells // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1991, v. 88, p.4255−4259.
  14. Perales J.C., Ferkol T., Molas M., and Hanson R.W. / An evaluation of receptor-mediated gene transfer using synthetic DNA-ligand complexes // Eur. J. Biochem., 1994, v. 226, p. 255−266.
  15. Midoux P., Mendes C., Legrand A., Raimond J., Mayer R., Monsigny M., and Roche A.C. / Specific gene transfer mediated by lactosylated poly-L-lysine into hepatoma cells // Nucleic Acids Res., 1993, v.21, p. 871−878.
  16. A.A., Yachmenev S.V., Jans D.A., Serebryakova N.V., Muravev V.I., Peters R., Sobolev A.S. / Receptor-mediated endocytosis and nuclear transport of a transfecting DNA construct // Exp. Cell. Res., 1992, v. 199, p. 323−329.
  17. A.S., Rosenkranz A.A., Smirnova O.A., Nikitin V.A., Neugodova V.A., Naroditsky B.S., Shilov I.N., Shatski I.N., Ernst L.K. / Receptor-mediated transfection of murine and ovine mammary glands in vivo // J. Biol. Chem., 1998, v. 273, p.7928−7933.
  18. M.M., Rosenkranz A.A., Smirnova OA., Nikitin V.A., Sobolev A.S., Landa V., Naroditsky B.S., Ernst L.K. / Receptor-mediated transport of foreign DNA into preimplantation mammalian embrios // Mol. Reprod. Dev., 1999, v. 54, p. 112−120.
  19. W., Blaas D., Kuechler E., Wagner E. / Rhinovirus-mediated endosomal release of transfection complexes // J. Virol., 1995, v. 69, p. 1085−1092.
  20. Nguyen H.-K., Lemieux P., Vinogradov S., Gebhart C.L., Guerin N., Paradis G., Bronich T.K., Alakhov V., and Kabanov A. / Evaluation of polyether-polyethyleneimine graft copolymers as gene transfer agents // Gene Therapy, 1999, v.6, p. 1−13.
  21. Choi Y.H., Liu F., Kim J.S., Choi Y.K. / Polyethylene glycol-grafted poly-l-lysine as polymeric gene carrier // J. Control. Release, 1998, v. 54, p. 39−48.
  22. Ogris M., Steinlein P., Kursa M., Mechtler K., Kircheis R., and Wagner E. / The size of DNA/transferrin-PEI complexes is an important factor for gene expression in cultured cells // Gene Ther., 1998, v. 5, p. 1425−1433.
  23. Gennis R.B. Biomembranes: Molecular Structure and Functions. New York, Springer-Verlag, 1989.
  24. D. / General features of phospholipid phase transitions // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:2−3, p. 109−120.
  25. Laggner P. and Kriechbaum M. / Phospholipid phase transitions: kinetics and structural mechanisms // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:2−3, p. 121−146.
  26. G. / Isothermal lipid phase transitions // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:23, p. 293−308.
  27. Knoll W., Schmidt G" Rotzer H" Henkel T., Pfeiffer W" Sackmann E., MittlerNeher S., and Spinke J. / Lateral order in binary lipid alloys and its coupling to membrane functions. // Chem. Phys. Lipids, 1991, v. 57:2−3, p. 363−374.
  28. New R.R. Liposomes: a practical approach. New-York, Oxford University Press, 1990.
  29. G., Wohlgemuth R. / The headgroup conformation of phospholipids in membranes // J. Mernbr. Biol., 1981, v. 58, p. 81−100.
  30. D. / Studies of membrane dynamics using nitroxide spin labels // Pure Appl. Chem., 1990, v. 62, p. 265−270.
  31. П. Статистическая механика цепных молекул. М., Мир, 1971, с. 25
  32. A., Nordio P.L., Moro G.J., Crepeau R.H., Freed J.H. / A theoretical model of phospholipid dynamics in membranes // J. Chem. Phys., 1989, v. 91, p. 5707−5721.
  33. M.J., Small D.M., Shipley G.G. / Nature of the thermal pretransition of synthetic phospholipids: dimyristolyl- and dipalmitoyllecithin // Biochemistry, 1976, v. 15, p. 4575−4580.
  34. Berde C.B., Andersen H.C., and Hudson B.S. / A theory of the effects of head-group structure and chain unsaturation on the chain melting transition of phospholipid dispersions // Biochemistry, 1980, v. 19, p. 4279−4293.
  35. Dluhy R., Chowdhry В., Cannron. D. / Infrared characterization of conformational differences in the lamellar phases of l, 3-dipalmitoyl-sn-glycero-2-phosphocholine. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v. 821, p. 437−444.
  36. J., Sebald W. / The proton conducting F0-part of bacterial ATP synthases // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v. 768, p. 1−27.
  37. T.G., Bennet V. / Regulatory domains of erythrocyte ankyrin // J. Biol. Chem., 1987, v.262, p. 10 537−10 545.
  38. R.A., Lovrien R.E. / Glycophorin is linked by band 4.1 protein to the human erythrocyte membrane skeleton // Nature, 1984, v.307, p.655−658.
  39. S., Boggs J.M. Moskarello M.A. / Increase in vesicle permeability mediated by myelin basic protein: effect of phosphorylation of basic protein // Biochemistry, 1985, v.24, p. 5170−5175.
  40. Takagaki Y., Radhakrishnam R., Wirtz K.W.A., and Khorana H.G. / The membrane-embedded segment of cytochrome b5 as studied by cross-linking with photoactivatable phospholipids. II. The nontransferable form. // J. Biol. Chem., 1983,258, p. 9136−9142.
  41. Segrest J.P., Kahane T., Jackson R.L., and Marchesi V.T. / Major glycoprotein of the human erythrocyte membrane: evidence for an amphipathic molecular structure//Arch. Biochem. Biophys., 1973, v. 155, p. 167−183.
  42. Fluhrer E., Burnham V.G., and Loew L.M. / Spectra, membrane binding, and potentiometric responses of new charge shift probes. // Biochemistry, 1985, v. 24:21, p. 5749−5755.
  43. Henderson R., Unwin P.N.T. / Three-dimensional model of purple membrane obtained by electron microscopy // Nature, 1975, v. 257, p. 28−32.
  44. Hantke K., and Braun V. / Covalent binding of lipid to protein: diglyceride and amide-linked fatty acid at the N-terminal end of the murein-lipoprotein of the E. coli outer membrane // Eur. J. Bioch., 1973, v.34, p.284−296.
  45. Ferguson M.A.J., Low M.G., Cross G.A.M. / Glycosyl-sn-1,2-dimyristylphosphatidylinositol is covalently linked to Trypanosoma bracei variant surface glycoprotein. // J. Biol. Chem., 1985, v. 260, p. 1 457 414 555.
  46. A., Rilfors L., Lindblom G. / Metabolic changes of membrane lipid composition in Acholeplasma laidlawii by hydrocarbons, alcohols, and detergents: arguments for effects on lipid packing// Biochemistry, 1986, 25, p. 7511−7517.
  47. I.W., Weddell G.N., Davitz M.A., Nussenzweig V., Martin D.W. / Signal for attachment of a phospholipid membrane anchor in decay accelerating factor // Science, 1987, v. 238, p. 1280−1283.
  48. R.M. / Biophysical studies of lipopeptide-membrane interactions // Biopolymers, 1997, v. 43, p. 15−24.
  49. B.M., Buss J.E. / The covalent modification of eukaryotic proteins with lipid // J. Cell. Biol., 1987, v. 104, p. 1449−1453.
  50. K. / Dependence on surface pH and surface concentration of activity of microsime-bound arylsulfatase С and the surface charge density in the vicinity of the enzyme // J. Biochem., 1984, v.95, p.715−719.
  51. M.J., Zborowski J., Famulski K.S., Wojtczak L. / Effect of phospholipid composition of the surface potential of liposomes and the activity of enzymes incorporated into liposomes // Eur. J. Bioch., 1980, v. 112, p. 75−80.
  52. R.M., Wissenberg A.R., Glasser M. / Use of phospholipase D to alter the surface charge of membranes and its effect on the enzymatic activity of D-{3-hydroxybutyrate dehydrogenase // Biochemistry, 1981, v.20, p.6060−6065.
  53. Clancy R.M., McPherson L.H., Glasser M. / Effect of change in the phospholipid composition on the enzyme activity of D-P-hydroxybutyrate dehydrogenase in rat hepatocytes // Biochemistry, 1983, v.22, p.2358−2364.
  54. Singer S.J. and Nicolson G.L. / The fluid mosaic model of the structure of cell membranes // Science, 1972, v. 175, p. 720−731.
  55. K. / Lateral diffusion in membranes // Cell motility, 1983, v.3, p.367−373.
  56. Л.Б., Бергельсон Л. Д. Липосомы и их взаимодействие с клетками. М., Наука, 1981, с. 8−40.
  57. Edidin M. Molecular motions and membrane organization as function of membrane structure. (J.B.Finean and R.H.Mishell, Eds.). New-York, Elsevier, 1981, p.37−82.
  58. Saffman P.G. and Delbruk M. / Brownian motion in biological membranes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1975, v. 72, p. 3111−3113.
  59. Jacobson К., Ishihara A., and Inman R. / Lateral diffusion of proteins in membranes // Annu. Rev. Physiol., 1987, v. 49, p. 163−175.
  60. Saxton M.J. and Jaeobson K. / Single particle tracking application to membrane dinamics //Annu. Rev. Biophys. Biomolec. Struc., 1997, v. 26, p.373−99.
  61. Sako Y. and Kusumi A. / Barriers for lateral diffusion of transferrin receptor in the plasma membrane as characterized by receptor dragging by laser tweezers: fence virus tether // J. Cell. Biol., 1995, v. 129, p. 1559−1574.
  62. Kucik D.F., Elson E.L., and Sheetz M.P. / Weak Dependence of mobility of membrane proteins aggregates on aggregate size supports a viscous model of retardation of diffusion // Biophysical J., 1999, v. 76, p. 314−322.
  63. Komberg R.D., McConnel H.M. / Inside-outside transitions of phospholipids in vesicle membranes//Biochemistry, 1971, 10, p. 1111−1120.
  64. B.R., Bell R.M. / Transmembrane movement of phosphatidylglycerol and diacylglycerol sulfhydryl analogues // Biochemistry, 1984, v. 23, p. 4977−4983.
  65. L.I., Kulikov V.I., Bachmanova G.I. / Cytochrome P-450 facilitates phosphatidylcholine flip-flop in proteoliposomes // FEBS Lett., 1982, v. 144, p. 337−340.
  66. Op den Kamp J.A. / Lipid asymmetry in membranes // Aim. Rev. Biochem., 1979, v. 48, p. 47−71.
  67. J.E., Kennedy E.P. / Rapid transmembrane movement of newly synthesized phospholipids during membrane assembly // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1977, v. 74, p. 1820−1825.
  68. Cullis P.R., de Kruijff B. / The polymorphic phase behaviour of phosphatidylethanolamines of natural and synthetic origin. A 31P NMR study. // Biochim. Biophys. Acta, 1978, v. 513, p. 31−42.
  69. А., ЯначекК. Мембранный транспорт. M., Мир, 1980, с. 188−197.
  70. D.M. / Evidence that interfacial transport is rate-limiting during passive cell membrane permeation. // Biochim. Biophys. Acta, 1991, v. 1065, p.75−81.
  71. J.M., Katz Y. / Interpretation of nonelectrolyte partition coefficients between dimyristoyl lecithin and water // J. Membrane Biol., 1974, v. 17, p. 121 154.
  72. McDonald R.C. / Energetics of permeation of thin lipid membranes by ions // Biochim. Biophys. Acta, 1976, v. 448, p. 193−98.
  73. Wilson M.A. and Pohorille A. / Mechanism of unassisted ion transport across membrane bilayers // J. Am. Chem. Soc., 1996, v. 118, p.6580−6587.
  74. H., Oldany D., Phillips M.C. / Mechanisms of ion escape from phosphatidylcholine and phosphatidylserine single bilayer vesicles // Biochemistry, 1973, v. 12, p. 4507−4517.
  75. J. / Proton/hydroxide conductance through lipid bilayer membranes // J. Membrane Biol., 1984, v.82, p. 105−112.
  76. W.R., Cafiso D.S. / Characterization of H+/OH- currents in phospholipid vesicles // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v. 19, p.443−455.
  77. J.F. / Theory of passive proton conductance in lipid bilayers // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v. 19, p.413−426.
  78. D.W. / Proton permeation of lipid bilayers // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v, 19, p.457−479.
  79. Gutknecht J. Proton conductance through phospholipid bilayers: water wires or weak acids? // J. Bioenerg. Biomembr., 1987, v. 19, p.427−442
  80. M.J.Jackson. Weak electrolyte transport across Biological membranes, General principles. In: Membrane physiology (ed.by Thomas Andreoli), New York and London, Plenum Medical Book, 1987, p.235−236.
  81. Paola S., Volkov A.G., Van Hoek A.N., Haines T.H., and Deamer D.W. / Permeation of protones, Potassium Ions and small polar molecules through phospholipid bilayers as a function of membrane thickness // Biophys J., 1996, v. 70, p. 339−348.
  82. Berclaz T., McConnel H.M. / Phase Equilibria in binary mixtures of dimyristoylphosphatidylcholine and cardiolipin // Biochemistry, 1981, v. 20, p. 6635−6640.
  83. Marassi F., Djukic S., and Macdonald P. / Influence of lipid lateral distribution on the surface charge response of the phosphatidylcholine headgroup as detected using 2H nuclear magnetic resonance. // Biochim. Biophys. Acta, 1993, v. 1146, p. 219−228.
  84. Huang C.-H. / Studies of phosphatidylcholine vesicles. Formation and physical characteristics // Biochemistry, 1969, v.8, p.344−351.
  85. Takagaki Y., Radhakrishnan R., Cupta C.M., Wirtz K.W.A., and Khorana H.G. / The membrane-embedded segment of cytochrome b5 as studied by cross-linking with photoactivatable phospholipids // J. Biol. Chem., 1983, v.258, p.9128−9142.
  86. A.W., Zakim D. / Reconstitution of membrane proteins: catalysis by cholesterol of insertion of integral membrane proteins into preformed lipid bilayers // Biochemistry, 1986, v.25, p. 1555−1561.
  87. N.A. / Spontaneous transmembrane insertion of membrane proteins into lipid vesicles facilitated by short-chain lecithins // Biochemistry, 1986, v.25, p. 1195−1200.
  88. A.W., Zakim D. / Reconstitution of membrane proteins. Spontaneous association of integral membrane proteins with preformed unilamellar lipid bilayers // Biochemistry, 1985, v.24, p.4066−4075.
  89. G.D. / Use of liposomes for reconstitution of biological functions // Biochim. Biophys. Acta, 1982, v. 694, p. 185−202.
  90. R.P. / Membrane reconstitution of the energy-conserving enzymes of oxidative phosphorylation // Biochim. Biophys. Acta, 1984, v.768, p.319−347.
  91. Sweet L.J., Wildren P.A., Spector A. A., and Pessin J.E. / Incorporation of the purified human placental insulin receptor into phospholipid vesicles. // Biochemistry, 1985, 24, p. 6571−6580.
  92. Almog S., Kushnir T., Nir S., and Lichtenberg D. / Kinetic and structural aspects of reconstitution of phosphatidylcholine vesicles by dilution of phosphatidylcholine-sodium cholate mixed micelles // Biochemistry, 1986, v.25, p.2597−2605.
  93. Ueno M., Tanford C., and Reynolds J.A. / Phospholipid vesicle formation using nonionic detergents with low monomer solubility. Kinetic factors determine vesicle size and permeability // Biochemistry, 1984, v.23, p.3070−3076.
  94. Enoch H.G. and Stritmatter P. / Formation and properties of 1000-A-diameter, single-bilayer phospholipid vesicles // Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1979, v. 76, p. 145−149.
  95. Allen T.M., Romans A.Y., Kercret H., and Segrest J.P. / Detergent removal during membrane reconstitution // Biochim. Biophys. Acta, 1980, v. 601, p. 328 342.
  96. B.M. / Interaction of (Na+ + K+)-ATPase with artificial membranes. I. Formation and structure of (Na+ + K+)-ATPase-liposomes. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v. 822, p. 319−334.
  97. Carroll R.C. and Racker E. / Preparation and characterization of cytochrome c oxidase vesicles with high respiratory control // J. Biol. Chem., 1977, v. 252, p. 6981−6990.
  98. Grover A.K., Slotboom A.J., de Haas G.H., and Hammes G.G. / Lipid specificity of beta-hydroxybutyrate dehydrogenase activation // J. Biol. Chem., 1975, v. 250, p. 31−38.
  99. Coakley W.T., Heweison L.A., and Tilley D. / Interfacial instability and the agglutination of erythrocytes by polylysine // Eur. Biophys. J., 1985, 13, p. 123 130. •
  100. Hewison L.A., Coakley W.T., and Meyer H.W. / Spatially periodic discrete contact regions in polylysine-induced erythrocyte-yeast adhesion. // Cell Biophys., 1988, v. 13, p. 151−157.
  101. D.M. / Cell surface saccharides of Trypanosoma lewisi. I. Polycation-induced cell agglutination and fine-structure cytochemistry. // J. Cell Sci., 1975, 19, p. 621−644.
  102. Yaroslavov A.A., Koulkov V.Ye., Yaroslavova E.G., Ignatiev M.O., Kabanov V.A., and Menger F.M. / Competitive interactions in negatively charged liposome-polycation-polyanion ternary system // Langmuir, 1998, 14, p. 59 996 004.
  103. V.A., Yaroslavov A.A., Sukhishvili S.A. // J. Controlled Release, 1996, v. 39, p. 173−182.
  104. Yaroslavov A.A., Koulkov V.Ye., Polynsky A.S., Baibakov B.A., and Kabanov V.A. / A polycation causes migration of negatively charged phospholipids from the inner to outer leaflet of the liposomal membrane. // FEBS Lett., 1994, v. 340, p. 121−126.
  105. R.E. / The bacterial outer membrane as a drug barrier. // Trends Microbiol., 1997, v. 5, p. 37−42.
  106. Santini M.T., Cametti ?., Indovina P.L., Morelli G., and Donelli G. / Polylysine induces changes in membrane electrical properties of K562 cells. // J. Biomed. Mater. Res., 1997, v. 35, p. 165−174.
  107. R., Krogmann D.W. / Polycation interactions with spinach ferredoxin-nicotinamide adenine dinucleotide phosphate reductase // J. Biol. Chem., 1975, v. 250, p. 4965−4971.
  108. Rink T., Bartel H., Jung G., Bannwarth W., and Boheim G. / Effects of polycations on ion channels formed by neutral and negatively charged alamethicins. // Eur. Biophys. J., 1994, v. 23, p. 155−165.
  109. J.R. / Soluble polycations and cationic amphiphiles inhibit volumesensitive K-Cl cotransport in human red cell ghosts // Am. J. Physiol., 1994, v.266, p. C997-C1005.
  110. McEwan G.T.A., Jepson M.A., Hirst B.H., Simmons N.L. / Polycation-induced enhancement of epithelial paracellular permeability is independent of toghtjunctional characteristics// Biochim. Biophys. Acta, 1993, v. 1148, p.51−60.
  111. M.W., Gruenhaupt D. / Protamine increases the permeability of cultured epithelial monolayers // J. Appl. Physiol., 1990, v.68, p.220−227.
  112. M.W., Gruenhaupt D. / Protamine interaction with the epithelial cell surface //J.Appl. Physiol., 1992, v.72, p.236−241.
  113. D.A., Irvin C.G., Ballowe C., Larsen G., Cott G.R. / Cationic proteins increase the permeability of cultured rabbit tracheal epithelial cells: modification by heparin and extracellular calcium // Exp. Lung. Res., 1996, v.22, p.85−99.
  114. J.G., Deierkauf M. / Permeabilization and calcium-dependent activation of rabbit polymorphonuclear leukocytes by poly-L-arginine. // Inflammation, 1989, v. 13, p. 285−294
  115. Katsu T., Yoshimura S., and Fujita Y. / Increases in permeability of Escherichia coli outer membrane induced by polycations // FEBS Lett., 1984, v. 166, p. 175−178.
  116. M. / Agents that increase the permeability of the outer membrane // Microbiol. Rev., 1992, v. 56:3, pp.395−411.
  117. M., Singh A. / Effect of polycations on permeability of glomerular epithelial cell monolayers to albumin // J. Lab. Clin. Med., 1994, v. 123, p. 437 446.
  118. Vehaskari V.M., Root E. R, Germuth F.G. Jr., and Robson A.M. / Glomerular charge and urinary protein excretion: effects of systemic and intrarenal polycation infusion in the rat // Kidney Int., 1982, v. 22, p. 127−135.
  119. L.G., Bertolatus J. A. / Charged compounds of the glomerular filter and their role in normal and disordered permselectivity. // Artif. Organs, 1987, v. 11, p. 468−477.
  120. L.G., Shearer T.P., Shaffer S.J. / Acute reversible proteinuria induced by infusion of the polycation hexadimethrine // Kidney Int., 1981, v. 20, p. 7−17.
  121. P.M., Bates S.B. / Dose-dependent movement of cationic molecules across the glomerular wall. // Anat. Rec., 1985, v.212, p. 223−231.
  122. J.A., Abuyousef M., Hunsicker L.G. / Glomerular sieving of high molecular weight proteins in proteinuric rats. // Kidney Int., 1987, v. 31, p. 12 571 266.
  123. Wang Z., Liu Z., Zhang X., Tan J. / Changes in glomerular polyanions and ultrastructure induced by protamine in rats // Hua Hsi I Ko Ta Hsueh Hsueh Pao, 1992, v. 23, p. 272−275.
  124. А.А., Кученкова О. Е., Ярославова Е. Г., Кабанов В.А./ О кардинальном различии во взаимодействии отрицательно заряженных липосом с полилизином и поли-Ы-этил-4-винилпиридиний бромидом // Доклады Акад. Наук, 1997, 354, с. 350−352
  125. Т., Yamaguchi Н., Tazuke S. / Phase separation in phospholipid bilayers induced by biologically active polycations // Biochim. Biophys. Acta, 1990, v. 1026, p. 105−112.
  126. Yaroslavov A.A., Efimova A.A., Lobyshev Y.I., Ermakov Y.A., and Kabanov V.A. / Reversibility of structural rearrangements in lipid membranes induced by adsorption-desorption of a polycation // Membr. Cell. Biol., 1997, v. 10, p. 683 688.
  127. Galla H.-J., Sackmann E. / Chemically induced lipid phase separation in model membranes containing charged lipids: a spin label study. // Biochim. Biophys. Acta, 1975, v. 401, p. 509−529.
  128. Carrier D., Dufourcq J., Faucon J.-F., Pezolet M. // Biochim. Biophys. Acta, 1985, v. 820, p. 131−139.
  129. D., Pezolet M. / Investigation of polylysine-dipalmitoylphosphatidylglycerol interactions in model membranes. // Biochemistry, 1986, v. 25, p. 4167−4174.
  130. V.A.Kabanov, A.A.Yaroslavov, S.A.Sukhishvili / Interaction of polyions with cell-mimetic species: physico-chemical and biomedical aspects // .Controlled Release, 1996, 39, p. 173−189.
  131. M.J., Cherry R.J. / A comparative study of band 3 aggregation in erythrocyte membranes by melittin and other cationic agents. // Biochim. Biophys. Acta, 1989, v. 980, p. 93−99.
  132. M., Koppel D.E., Sheetz M.P. / Modulation of membrane protein lateral mobility by polyphosphates and polyamines // Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1980, v.77, p. 1457−1461.
  133. A., Shotton D.M., Branton D. / Intramembrane particle aggregation in erythrocyte ghosts. II. The influence of spectrin aggregation // Biochim. Biophys. Acta, 1976, v. 426, p. 101−122.
  134. H., Shimidzu N., Tsuchida E., Sasakawa S., Honda K. / Fluorescence polarization study of membrane fluidity of human erithrocyte ghosts indused by synthetic water-soluble polymers // Biochim. Biophys. Acta, 1981, v. 649, p. 221−228.
  135. Morgan D.M., LarvinV.L., Pearson J.D. / Biochemical characterisation of polycation-induced cytotoxicity to human vascular endothelial cells // J. Cell. Sei., 1989, v. 94, p. 553−559.
  136. Needham L" Hellewell P.G., Williams T.J., Gordon J.L. / Endothelial functional responses and increased vascular permeability induced by polycations. // Lab. Invest., 1988, v. 59, p. 538−548.
  137. K.A., Baldeschwieler J.D. / Evidence for the role of proteoglicanes in cation-mediated gene transfer// Proc. Natl. Acad. Sei. USA, 1996, v. 93, p. 1 234 912 354.
  138. Philipp B., Dautzenberg H., Linow K.-J., Kotz J., Dawidoff W. / Polyectrolyte Complexes Recent Developments and Open Problems // Prog. Polym. Sei., 1989, v. 14, p. 91−172.
  139. В.А. / Фнзикохимические основы и перспективы использования растворимых интерполиэлектролитных комплексов // Высокомолек. Соед., 1994, т. 36, с. 183−197.
  140. Koetz J., Koepke Н., Schmidt-Naake G., Zarras P., and Vogl O. / Polyanion-polycation complex formation as a function of the position of the functional groups // Polymer, 1996, v.37, p.2775−2781.
  141. Schubert.M, Franklin E.G. / Interaction in Solution of Lysozyme with Chondrotin Sulfate and its Parent Proteinpolysaccharide // J. Am. Chem. Soc., 1961, v. 83, p. 2920.
  142. P.L., Ross T.D., Sharma I., Yegerlehner B.E. // ASC symposium, 1987, v. 342, c. 162−169.
  143. B.A., Мустафев М. И., Гончаров В. В. / Растворимые комплексы бычьего сывороточного альбумина с поли-4-винилпиридиниевыми поликатионами, содержащими N-цетильные боковые радикалы // Высокомолек. Соед., 1981, т. А23, с. 255−260.
  144. В.А., Зезин А. Б., Кабанов В. А. / Кинетика макромолекулярного обмена в растворах комплексов белков с полиэлектролитами//ДАН СССР, 1986, т.291, с. 1150−1154.
  145. В.А., Бакеев К. Н., Зезин А. Б., Кабанов В. А. / О влиянии плотности заряда полигона на скорость интерполиэлектролитных реакций.// ДАН СССР, 1986, т. 286, с. 1442−1445.
  146. Стрельцова 3.А. Дисс. канд. хим. наук, М., 1975, с. 143.
  147. М.И., Царева А. Е., Евдаков В. П. / Взаимодействие поли-4-винилпиридина с сывороточным альбумином в кислых средах // Высокомолек. Соед., 1975, т. А17, с. 2226−2230.
  148. С.А., Николайчик Д. В., Полинский А. С., Ярославов А. А., Чечик О. С., Кабанов В. А. //Иммунология, 1989, № 2, с.82−84.
  149. В.А., Евдаков В. П., Мустафаев М. И., Антипина А. Д. / Кооперативное связывание сывороточного альбумина с кватернизованными поли-4-винилпиридинами и структура образующихся комплексов.// Молек. биол., 1977, т. 11, с. 582−597
  150. Kabanov V.A., Zezin A.B., Rogacheva V.B., Grishina N.V., and Goethals E. J / Properties of polyelectrolyte complexes containing poly (N-tret-butylaziridine). // Macromol. Chem., 1986, v. 187, p. 1151−1158.
  151. Y., Thompson Т.Е. / The use of Combined Schlieren and Adsorption Optics in an Electrophoretic Study of the Reversibly Interacting System Dextran Sulfate Carboxyhemoglobin // J. Phys. Chem., 1965, v. 69, p. 4242−4249.
  152. B.H. / Solubility and Composition of Protein-Deoxiribonucleic Acid Complexes // Biochim. Biophys. Acta, 1964, v.91, p. 340−343.
  153. B.A., Зезин А. Б., Кабанов B.A. / Макромолекулярный обмен в растворах комплексов глобулярных белков с неприродными полиэлектролитами // ДАН СССР (физ. химия), 1984, т.275, с. 1120−1123.
  154. А.К., Левашов А. В. / Катализ надмолекулярными фермент-полимерными комплексами (ассоциатами) в органических средах // Успехи биологической химии, 1996, т.36, с. 141−161.
  155. A.L., Izumrudov V.A., Svedas V.K., Zezin A.B., Kabanov V.A., Berezin I.V. / Preparation and properties of penicillin amidase immobilized in polyelectrolyte complexes. // Biochim. Biophys. Acta, 1981, v. 660, p. 359−365.
  156. B.A., Марголин А. Л., Шерстюк С. Ф., Швядас В. К., Зезин А. Б., Кабанов В. А. / Свойства нестехиометричных полиэлектролитных комплексов, содержащих ферменты // ДАН СССР СССР (физ. химия), 1983, т.269, с. 631−634.
  157. A.L., Sherstjuk S.F., Izuimudov V.A., Svedas V.K., Zezin A.B., Kabanov V.A. / Enzymes in polyelectrolyte complexes. The effect of phase transition on thermal stability // Eur. J. Biochem., 1985, v. 146, p. 625−632.
  158. B.A., Зезин А. Б., Изумрудов B.A. / Синтетические полиэлектролиты как регуляторы ферментативных реакций // Итоги науки и техники, сер. Биотехнология, 1987, т. 4, с. 159−198.
  159. А.В., Izumrudov V.A., Kabanov V.A. / Interpolyelectrolyte Complexes as a New Family of Enzyme Carriers // Makromol. Chem. Makromol. Symp., 1989, v. 26, p. 249−264.
  160. P. / Adsorption of weakly charged polyelectrolytes at oppositely charged surfaces // Macromolecules, 1996, v.29, p.326−336.
  161. Borukhov 1., Andelman D., and Orland H. / Scaling laws of polyelectrolyte adsorption // Macromolecules, 1998, v.31, p. 1665−1671.
  162. Vermeer A.W.P., Leermakers F.A.M., Koopal L.K. / Adsorption of weak polyelectrolytes on surfaces with a variable charge. Self-consistent-field calculations // Langmuir, 1997, v. 13, p.4413−4421.
  163. Talingting M.R., Ma Y., Simmons C., and Webber S.E./ Adsorption of cationic polymer micelles on polyelectrolyte-modified surfaces // Langmuir, 2000, v. 16, p.862−865.
  164. A.A., Koulkov V.Ye., Yaroslavova E.G., Ignatiev M.O., Kabanov V.A. / Competitive interactions in negatively charged liposomes polycation — polyanion ternary systems // Langmuir, 1998, 14, p.5999−6004.
  165. V.Vigneaud, C.E.Meyer / The racemization of aminoacids in aqueous solution by acetic anhydride // J. Biol. Chem., 1932, v. 98, p. 305.
  166. В.П., Клибанов А. Л. / Способ улучшения связывания гидрофильного белка с липосомами // Биоорган. Химия, 1980, т.6, с.791−793.
  167. Huang A., Tsao Y.-S., Kennel S.J., and Huang L. / Characterization of antibody covalently coupled to liposomes // Biochim. Biophys. Acta, 1982, v. 716, p. 140−150.
  168. Birktoft J.J. and Blow D.M. / Structure of crystalline -chymotrypsin. V. The atomic structure of tosyl-chymotrypsin at 2 A resolution // J. Mol. Biol., 1972, v. 68, p. 187−240.
  169. R. / The measurement of amino groups in proteins and peptides. // Biochem. J., 1971, v. 124, p. 581−590.
  170. G.R., Zerner В., Bender M. / The Spectrophotometric Determination of the Operational Normality of an a-Chymotrypsin Solution // J. Biol. Chem., 1961, v. 236, p. 2930−2938.
  171. Levilliers, N., Peron-Renner, M. and Pudles, J. (1974) In: Bayer-Symposium V «Proteinase Inhibitors», Springer-Verlag, p. 432−444.
  172. J.P., Dreyer W.J. / Measurement of Protein-binding Phenomena by Gel Filtration // Biochim Biophys. Acta, 1962, v. 63, p. 530.
  173. S.S. / Solute perturbation of protein fluorescence. The quenching of the tryptophyl fluorescence of model compounds and of lysozyme by iodide ion. // Biochemistry, 1971, v. 10, p. 3254−3262.
  174. R.A. / Structural characterization of insulin receptors. II. Subunit composition of receptors from turkey erythrocytes // J. Biol. Chem., 1983, v. 25, p. 15 000−15 003.
  175. C. // Electrophoresis, 1987, v. 8, p. 158−159.
  176. Torchilin, V.P., OmePyanenko, V.G., Klibanov, A.L., Mikhailov, A.I., Gol’danskii, V.I. and Smirnov, V.N. / Incorporation of hydrophilic protein modified with hydrophobic agent into liposome membrane // Biochim. Biophys. Acta, 1980, v. 602, p. 511−521.
  177. Ando Y., Inoue M., Utsumi T., Morino Y., and Araki S. / Synthesis of acylated SOD derivatives which bind to the biomembrane lipid surface and dismutate extracellular superoxide radicals // FEBS Lett., 1988, v. 240, p. 216 220.
  178. Means G. E. and Feeney R.E. Chemical Modification of Proteins. San Francisco, Holden-Day, 1971.
  179. Kabanov A.V., Levashov, A.V. and Martinek, K. (1986) Vestnik MGU, Ser. Chimiya (in Russian) v. 27, 591−594.
  180. Pshezhetsky, A.V., Kabanov, A.V., Klyachko, N.L., Berezin, I. V, Martinek, K. and Levashov, A.V. // Doklady Biochemistry (English edition), 1988, v. 328, p. 44−46.
  181. Lakowicz J.R. Principles of fluorescence spectroscopy. New-York, Plenum Press, 1983.
  182. Kabanov A.V., Nametkin S.N., Levashov A.V. and Martinek K. // Biol. Membr. (in Russian), 1985, v. 2, c. 985−995.
  183. Peitzsch R.M., McLaughlin S. / Binding of acylated peptides and fatty acids to phospholipid vesicles: pertinence to myristoylated proteins // Biochemistry, 1993, v. 32, p. 10 436−10 443.
  184. S., Silvius J.R. / Doubly-lipid-modified protein sequence motifs exhibit long-lived anchorage to lipid bilayer membranes // Biochemistry, 1995, v. 34, p. 3813−3822.
  185. D., Kubota Yu., Kokai K., Izumi T., Hirata M., Kokufuta E. / Effects of surface charge distribution of proteins in their complexation with polyelectrolytes in an aqueous salt-free system // Langmuir, 2000, v. 16, p.3133−3140.
Заполнить форму текущей работой

Сессия? Спокойно!